Das Projekt "Elementarer Kohlenstoff (EC) in Feinstaubproben bis 2,5 mym und bis 10 mym Durchmesser" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität München, Institut und Poliklinik für Arbeits- und Umweltmedizin durchgeführt. Ziel: Es soll der Anteil des cancerogenen elementaren Kohlenstoffs in Staubproben PM1,0, PM2,5 und PM10 quantitativ bestimmt werden, um abzuschätzen, welchen Anteil der lungengängige EC kleiner als 1,0 mym bzw. kleiner als 2,5 mym an der Gesamtemission des durch den Kfz Verkehr emittierten an Partikel gebundenen EC beträgt. Partikel über 10 mym gelten als wesentlich weniger gesundheitsgefährlich, da sie bereits in den oberen Atemwegen wieder abgeschieden werden. Gleichzeitig soll der Zusammenhang des coulometrisch EC-Bestimmungsverfahren mit der wesentlich kostengünstigeren 'black smog' Methode untersucht werden. Methodik: In Zusammenarbeit mit dem Bayerischen Landesamt für Umweltschutz wurde in belasteten (München, Augsburg) und unbelasteten (Zugspitze, Tiefenbach) Gegenden der elementare Kohlenstoff (EC) in 1.500 Schwebstaubproben PM1,0, PM2,5 und PM10 bestimmt. Für die Vorbereitung der Glasfaserfilter, die Probenahmen in Bayern und die Wägung der Filter vor und nach Exposition war das LfU verantwortlich. Die coulometrische Bestimmung des Kohlenstoffs nach der VDI Richtlinie 2465, Blatt 1 und die photometrische Bestimmung des elementaren Kohlenstoffs nach der Black-Smog-Methode wurden vom Institut und Poliklinik für Arbeits- und Umweltmedizin in München durchgeführt. Ergebnisse: Die Auswertung der Staub- und EC Messungen liegen noch nicht vor.
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Bewertung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Ostsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Ostsee, in den Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sollten innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort stattfinden. Als Vegetationsperiode sind für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns die Monate Mai bis September definiert, in der die relevanten Stationen bezüglich der für die Bewertung notwendigen Messgrößen monatlich beprobt werden, so dass fünf Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Die Chlorophyll-a-Konzentrationen werden über diesen Zeitraum hinaus je nach Station monatlich bzw. insgesamt zehnmal pro Jahr bestimmt. Die Untersuchungen der Phytoplanktongemeinschaften erfolgt außerhalb der Vegetationsperiode zusätzlich einmal im zeitigen Frühjahr (ab März) und noch einmal im Herbst. Ein Teil der Wasserkörper wird für das Phytoplankton jährlich beprobt, der andere Teil im Zweijahresrhythmus. Für die Ostseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen B3 und B4 zehn- bis zwölfmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns sind insgesamt 21 Wasserkörper ausgewiesen. Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Lage der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder an einer Mole von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene PSchöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag anreichern. Diese Filter werden in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik (Abbildung 1). Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Analyse erfolgt nach der Vorschrift von HELCOM (2015) , bei der für alle dominanten Taxa mindestens je 50 und insgesamt über 500 Einheiten erfasst werden sollen. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12) und der im gesamten HELCOM-Raum genutzten Taxaliste der Phytoplankton Expertengruppe (PEG) in der jeweils aktuellsten Fassung. Durch die Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm bzw. der PEG-Liste für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst (HELCOM Taxaliste PEG), denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt ( HELCOM 2015 , DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975)). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Erhebung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Nordsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Nordsee, in den einzelnen Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sind innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort durchzuführen. Als Vegetationsperiode sind für die niedersächsischen Küstengewässer die Monate März bis September definiert, in der die relevanten Stationen wöchentlich, 14-tägig jedoch mindestens einmal monatlich beprobt werden, so dass wenigstens sieben Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Einen Überblick über das Phytoplankton-Monitoring in den Küstengewässern Niedersachsens (Stand 2013) gibt Abbildung 1. Für die Nordseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode ebenfalls zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen N1 und N2 je neun- bis zehnmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Abbildung 1 zeigt das Überwachungsnetz des NLWKN für Niedersachsen. Abb. 1: Phytoplankton-Überwachung in den Übergangs- und Küstengewässern Niedersachsens (Quelle: NLWKN 2013). Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Position der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern, was in den Küstengewässern der Nordsee die Regel darstellt, genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene Schöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag, dem „Filterkuchen“, anreichern. Diese Filter werden mit dem Filterkuchen in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik. Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer (Abbildung 1) angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops (Abbildung 2) ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12). Durch diese Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst, denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt (DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Das Projekt "Mikrowellen-Spurengasmessungen im Rahmen von CAMP (Cold Arctic Mesopause Project) vom Flugzeug aus (MICA)" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Max-Planck-Gesellschaft zur Förderung der Wissenschaften, Max-Planck-Institut für Aeronomie durchgeführt. Als Beitrag zu der CAMP (Cold Arctic Mesopause Project)-Messkampagne wurde die Mikrowellen-Flugzeugmesskampagne MICA im August 1982 durchgefuehrt. Es wurde dabei die O2-Linie bei 53 GHz gemessen und der Wasserdampf bei 183 GHz. Um die Kapazitaet des Messflugzeuges, FALCON E, D-CMET der DFVLR Oberpfaffenhofen voll auszunutzen, wurde gleichzeitig noch, wie bei dem Projekt SIMOC (Hartmann, 1982), ein optisches NO2-O2 Photometer mitgeflogen. In dem zitierten Bericht sind auch beide Messanordnungen detailliert beschrieben.
Das Projekt "Monitoring and modeling of water and water-related nutrient fluxes in rice-based cropping systems" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Gießen, Institut für Landschaftsökologie und Ressourcenmanagement, Professur für Landschafts-, Wasser- und Stoffhaushalt durchgeführt. Many studies have been conducted with the aim to better understand biologic and hydrologic processes that control C and N fluxes in rice paddy systems. But rarely have studies attempted to explicitly link the hydrological and biogeochemical controls of nutrient transport on the field scale. In this research project we aim to improve our understanding of processes that are involved in storing and releasing water and nutrients of different rice-based cropping systems. The Catchment Modeling Framework (CMF) will be coupled to the biogeochemical MOBILE-DNDC model (SP6) in to simulate (1) vertical and lateral transport processes of water, C and N and (2) to predict the reaction of ecosystem services such as water storage and purification, gas regulation, nutrient cycling and food supply in dependence of cropping systems. SP7 follows a rejectionist framework where model complexity is adapted to available data and process understanding. State-of-the-art analytical instruments will be connected to a unique automatic sampling system to continuously measure water isotopic composition as well as dissolved carbon and nitrogen solutes in situ for the first time. Waters to be sampled include surface water, irrigation water, groundwater and water vapor. Cavity Ringdown Spectroscopy will be used to measure 2H/H and 18O/16O. Isotopic signatures will allow estimating water mean transit times, partitioning between evaporation and transpiration and separating flow paths. Hyperspectral UV photometers equipped with a flow-through cell will be installed for continuous measurements of nitrate and DOC.
Das Projekt "Geraet fuer die Feststellung von Quecksilber bei der kontinuierlichen Ueberwachung von Emissionen" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von VEREWA Mess- und Regeltechnik durchgeführt. Objective: The project is to develop, manufacture, and test a sampling and measuring device for the continuous determination of mercury and its compounds in the flue gas of incineration plants. In addition, the sampling device will be capable of collecting other heavy metals, such as arsenic, cadmium, chromium, lead, copper, manganese, and nickel. Mercury will be determined photo metrically. The detection limit for Hg is approximately 2 mug/m3. The tests will take place in the industrial environment of a municipal waste incineration plant. The basic principle of the device has been patented. General Information: Mercury (Hg) and its compounds are highly toxic chemicals; emissions from plants, such as waste incinerators, should be prevented as far as possible. Typically, filters are used in order to remove the remaining emissions; for new municipal refuse incineration plants, the EC Directive 89/369 limits Hg emissions after the filters to 200 mug/m3. A device for the continuous control of Hg has been recently developed by the Essen-based VEREWA MESS- UND REGELTECHNIK GMBH. The EC Commission assisted the development and testing of an industrial-environment measuring device at 50 per cent of the project costs. The Hg measuring device consists of a sampling and the measuring part proper. The isokinetic sampling device is capable of sampling not only Hg but other heavy metals as well, such as Cu, Ni, Zn, Sn, Sb, Ba, Pb, Mn. The average Hg retrieval statistics is approximately 93 per cent. The measuring device proper determines the Hg concentration in the dried flue gas by UV AA photometry, the detection limit is approximately 2 mug/m3. The measuring device may be calibrated at any time, allowing for the check of the zero and reference points and of the linearity of the device. Idle time between each taking is in the range of ms; the measured values are shown on the monitor every 2 seconds; the measuring protocols may average the values to convenience. Overall standard deviations are approximately 5 per cent; thus, the device can be used for process control. Further extensions of the measuring device are possible to allow for the determination of heavy metals other than Hg as well. The device has been successfully tested and optimized for several months in the heavy-duty industrial environment of the flue gas stack of a municipal waste incineration plant. Working entirely automatically, the device meets the need for a reference device for the control of emissions from refuse incinerators, as stipulated by the EC Directive 89/369. Achievements: A device for the continuous control mercury has been recently developed. The measuring device consists of a sampling part and the measuring part proper. The isokinetic sampling device is capable of sampling not only mercury but other heavy metals as well, such as copper, nickel, zinc, tin, antimony, barium, lead and manganese. The average mercury retrieval is approximately 93 per cent...
Das Projekt "Teilprojekt 3" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von DVGW Deutscher Verein des Gas- und Wasserfaches e.V. - Technisch-wissenschaftlicher Verein - Technologiezentrum Wasser (TZW) durchgeführt. Die Zielsetzung des Projektes ist die Produktentwicklung eines effizienten und kostengünstigen Filtermaterials zur selektiven Entfernung von Cr(ges) und Cr(VI), das Vorteile gegenüber den bestehenden Verfahren bietet. Hierzu werden im Vorhaben mit Chromat belastete Grundwässer und Industrieabwässer mit den entwickelten Filtermaterialien behandelt. Dies soll die Emission von Chromat in die Umwelt und die Chromatbelastung von für die Trinkwassergewinnung genutzter Grundwässer effektiv reduzieren. Für dieses Ziel werden die Randbedingungen definiert, die Materialien für den Labormaßstab hergestellt und in Kleinfilteranlagen getestet. Die Eliminierungsleistung des Chromats wird analytisch überprüft. Anschließend werden Filterversuche mit geeignetem Material im Technikumsmaßstab durchgeführt. Die Bewertung der Übertragbarkeit der Versuchsergebnisse auf die Praxis sowie der Vergleich zu bestehenden Verfahren runden die Projektarbeiten ab. Das TZW ist in diesem Vorhaben mit folgenden Teilarbeitspaketen beteiligt: AP 3.1: Zu Projektbeginn wird die vorhandene Chromat-Analytik auf die im Projekt eingesetzten Wassermatrices angepasst. Weiterhin werden zur IC-ICP-MS-Analytik Alternativmethoden hausintern und für die Projektpartner erarbeitet (IC-PCR oder IC-UV-Absorption). Prinzipielle Untersuchungen zur Probenstabilität und zu Störfaktoren in den untersuchten Wässern runden AP3.1 ab. AP3.2: Das TZW führt die begleitende Analytik bei den Versuchen zur Chromatentfernung durch. Dies umfasst die Analyse von Industrieabwässern, sowie die Methodenweitergabe zu anderen Projektpartnern. Weiterhin werden Laborvergleichsuntersuchungen und Analysen weiterer Parameter in den Wasserproben durchgeführt. AP 3.3: Auf Grundlage des photometrischen Nachweisverfahrens per 1,5-Diphenylcarbazid soll ein vereinfachter und automatisierter Schnelltest für Industrieabwässer aufgebaut werden. Hierzu werden die in der Literatur vorhandenen Konzepte auf die Anforderungen der projektrelevanten Wassermatrices angepasst. Mittels eines Funktionsmusters wird die Einsatzfähigkeit des Schnelltests mit realen Industriewässern überprüft.
Das Projekt "Teilprojekt: Entwicklung von Hard-, Firm- und Software für das Photometergerät PrimeLab 2.CHIP" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von 420nm UG durchgeführt. Entwicklung eines Gerätes und Verfahrens zur parallelen, photometrischen Auswertung von bis zu 7 verschiedenen Wasserqualität-Parametern unter Verwendung der Mikrofluidischen-Technologie in Verbindung mit einem Photometergerät, welches die JENCOLOR Sensorik zur Auswertung spektraler Daten verwendet und somit 400 Wellenlängen im sichtbaren Farbspektrum simultan ausliest. Zielsetzung Teilprojekt: 420nm UG wird im Rahmen des MICROCHIP-Projektes das Photometer 'PrimeLab 2.CHIP' entwickeln. Dazu wird zunächst ein Konzept zur Hardware- und Software-Architektur des Gerätes festgelegt und dieses schrittweise umgesetzt. Die notwendigen Features sowohl für das neuartige Testverfahren als auch für die interne Verarbeitung der Messerergebnisse und schließlich für die Benutzerschnittstelle werden implementiert. Zu diesen Features zählen u.a. ein Touchscreen-Display, Bluetooth-Datenübertragung, Smartphone-App, Software für Desktop-Betriebssysteme sowie Cloud-Dienste für den Datenabgleich unter mehreren Anwendergeräten. Ferner wird 420nm UG die Entwicklung des Chip-Designs im Bezug auf die Rahmenbedingungen der einzusetzenden Hardware unterstützen.
Das Projekt "Ursachen und Auswirkung von Bakterien- und Pilzbefall an Baeumen und Nutzhoelzern" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Hamburg, Department für Biologie, Zentrum Holzwirtschaft, Ordinariat für Holzbiologie und Institut für Holzbiologie und Holzschutz der Bundesforschungsanstalt für Forst- und Holzwirtschaft durchgeführt. A) Vermeidung von Qualitaetsminderungen an Rohholz und Holzprodukten, Kenntnisse zum biologischen Abbaumechanismus der verholzten Zellwand. B) Isolierung von Holzpilzen und Bakterien an in- und auslaendischen Holzarten zur Erstellung des Befallsspektrums und physiologische Untersuchungen im Labortest, mikrospektralphotometrische Untersuchungen bei Abbau durch Braun-, Weiss- und Moderfaeulepilzen. C) Labor- und Feldbeobachtungen bis 12.78, Auswertung 06.79.
Das Projekt "Verteilung, Metabolismus und Wirkung von Schadstoffen in vitro und in vivo" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von GSF-Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit, GmbH durchgeführt. Das Potential von n-Heptan, periphere Polyneuropathien zu verursachen, wurde durch den Vergleich mit dem bekannten Potential von n-Hexan abgeschätzt. Als Maß für die neurotoxische Wirkung der beiden Kohlenwasserstoffe wurde die Ausscheidung der neurotoxischen Metaboliten, der gamma-Diketone 2,5-Heptandion und 2,5-Hexandion, im Urin herangezogen. Letztere reflektiert die Belastung des Organismus mit diesen Metaboliten. Zur Untersuchung der Ausscheidung der gamma-Diketone im Urin nach Exposition gegen n-Heptan bzw. n-Hexan wurden freiwillige Probanden gegen konstante Konzentrationen dieser Kohlenwasserstoffe (100-500 ppm n-Heptan, 4 h; 100-300 ppm n-Hexan, 2-4 h) exponiert. Die Ausscheidung der gamma-Diketone im Urin korrelierte linear mit der Expositionsbelastung (Konzentration x Zeit). Es wurde deutlich weniger 2,5-Heptandion nach n-Heptanexposition als 2,5-Hexandion nach n-Hexanexposition im Urin ausgeschieden. Bei Expositionsbedingungen entsprechend den derzeitigen MAK-Werten 500 ppm für n-Heptan und 50 ppm für n-Hexan wird 4,4 mal weniger 2,5-Heptandion im Urin ausgeschieden als 2,5-Hexandion. Die neurotoxischen Potentiale der gamma-Diketone selbst sind abhängig von ihren Reaktionsgeschwindigkeiten mit primären Aminen zu Pyrrolen. Deshalb wurden diese Reaktionsgeschwindigkeiten mit einem photometrischen Test in vitro bestimmt und miteinander verglichen: Die Reaktionsgeschwindigkeit von 2,5-Heptandion mit dem als Reaktionspartner gewählten Amin N alpha-Acetyl-L-lysin war halb so groß wie die der Reaktion mit 2,5-Hexandion. Hieraus lässt sich für 2,5-Heptandion ein geringeres neurotoxisches Potential als für 2,5-Hexandion ableiten. Aus der vorliegenden Studie ergibt sich, für n-Heptan eine wesentlich geringere Potenz für periphere Neuropathien als für n-Hexan. Bei Expositionshöhen bis 300 ppm ist bei gleicher Expositionshöhe und -dauer das neurotoxische Risiko von n-Heptan mindestens 40mal kleiner als das von n-Hexan. Beim Einhalten der derzeitigen MAK-Werte von 500 ppm für n-Heptan und 50 ppm für n-Hexan liegt das n-Heptan-Risiko mehr als viermal unter dem von n-Hexan. Somit stellt n-Heptan ein geeignetes Ersatzmittel für n-Hexan dar, wenn das Risiko für periphere Neuropathien als Vergleichsparameter herangezogen wird.