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Gefährliche Substanz in Freizeithäfen

Antifouling für Sportboote belastet Gewässer Das Wasser in deutschen Freizeithäfen ist teilweise stark belastet und gefährdet die natürliche Flora und Fauna der Gewässer. Auffällig sind die Schadstoffkonzentrationen so genannter Antifouling-Wirkstoffe. Diese übersteigen laut Stichproben des Umweltbundesamts (UBA) vielfach die Umweltqualitätsnorm der EU-Wasserrahmenrichtlinie. Die Antifouling-Wirkstoffe stammen im Wesentlichen aus den Schutzanstrichen für Sport- und Freizeitboote, die den Aufwuchs kleiner Tiere und Algen auf den Bootsrümpfen verhindern sollen. Die Stoffe können von der Schiffshaut ins Wasser übergehen und dort weiter auf Wasserpflanzen und -tiere einwirken. Das Umweltbundesamt rät dazu, Anstriche mit Antifouling-Wirkstoffen, insbesondere im Süßwasser, möglichst ganz zu vermeiden. Auf dem Ratzeburger See dürfen bereits seit Jahren Sportboote mit Antifouling-Anstrichen nicht mehr fahren. Mit seiner Untersuchung legt das Umweltbundesamt erstmalig eine gesamtdeutsche Übersicht zu Sport- und Freizeithäfen vor. Antifouling-Wirkstoffe werden in den Beschichtungen für Sportbootrümpfe vielfach eingesetzt. Sie wirken wie ein Pestizid und verhindern bei Booten den Aufwuchs von Algen, kleinen Muscheln und Krebsen. In der Regel sind diese Beschichtungen im ein- bis zwei-jährigen Rhythmus zu erneuern, da sich die Wirkstoffe mit der Zeit auswaschen. Eine besonders große Menge an Wirkstoffen gelangt in die Hafenbecken, wenn frisch gestrichene Bootskörper zu Wasser gelassen werden. Antifouling-Wirkstoffe können sich auch außerhalb der Sportboothäfen anreichern und die ⁠ Fauna ⁠ und ⁠ Flora ⁠ der Gewässer direkt schädigen. Die Wahrscheinlichkeit dafür ist in Deutschland hoch, denn fast 80 Prozent der deutschen Binnensportboothäfen sind zum angrenzenden Gewässer offen bzw. sind Bestandteil desselben. Das ⁠ UBA ⁠ ließ daher 50 Sportboothäfen von Flensburg bis zum Bodensee auf alle derzeit erlaubten Antifouling-Wirkstoffe stichprobenartig untersuchen. Im Visier stand dabei der Wirkstoff Cybutryn, der unter dem Handelsnamen Irgarol bekannt ist. In Antifouling-Anstrichen kommt er häufig vor. Irgarol ist ein Biozid kann unter anderem die ⁠ Photosynthese ⁠ von Pflanzen hemmen. Da sich Irgarol nur sehr langsam in der Umwelt abbaut, ist es in Gewässern lange wirksam. Bei der einmaligen Messung im Sommer 2013 lagen die Konzentrationen von Irgarol an 35 von 50 Sportboothäfen über der ⁠ Umweltqualitätsnorm ⁠, den die EU-⁠ Wasserrahmenrichtlinie ⁠ für diesen ⁠ Stoff ⁠ vorsieht. Der darin festgelegte Wert von 0,0025 Mikrogramm pro Liter darf im Jahresdurch-schnitt nicht überschritten werden. An fünf Standorten lagen die Messwerte sogar über der zulässigen Höchstkonzentration der Umweltqualitätsnorm für Irgarol. Diese beträgt 0,016 Mikrogramm pro Liter und darf nie überschritten werden. Ein Fünftel der untersuchten Standorte wies zudem erhöhte Kupfer- und Zinkkonzentrationen auf. Das Ergebnis bestätigt andere Untersuchungen, bei denen sich der Stoff sowohl in Küsten- als auch in Binnengewässern bereits in wirkungsrelevanten Konzentrationen nachweisen ließ. Eigene Untersuchungen des UBA haben gezeigt, dass für einen Teil der gemessenen Umweltkonzentrationen bereits negative Folgen für Wasserorganismen eintreten können. Das UBA rät generell davon ab, im Privatbereich Antifouling-Anstriche zu verwenden. Insbesondere an vielen Süßwasserstandorten können Bootsrümpfe auch ohne Antifouling-Wirkstoffe in einem guten Zustand bleiben. Wer solche Schutzanstriche dennoch verwenden möchte, sollte darauf achten, dass sich die darin enthaltenen Wirkstoffe schnell in der Umwelt abbauen. Mehrere europäische Länder haben bereits Anwendungsbeschränkungen oder Verbote von irgarolhaltigen Bootsanstrichen durchgesetzt, beziehungsweise ein generelles Anwendungsverbot für biozidhaltige Antifouling-Anstriche in Binnengewässern erlassen. Dazu zählen Dänemark, Schweden und Großbritannien. In Deutschland gelten bisher nur vereinzelt regionale Anwendungsverbote für diese Art von Anstrichen, zum Beispiel in Schleswig-Holstein am Ratzeburger See. Aktuelle Bestandszahlen von Sportbooten wurden durch das Umweltbundesamt anhand von Luftbildern erhoben. Insgesamt wurde bundesweit ein Gesamtbestand von ca. 206.000 Liegeplätzen in 3091 Sportboothäfen erfasst. Nicht eingerechnet wurden Kleinsthäfen unter sechs Booten und Einzelliegeplätze. Deren Anzahl wird auf max. 20.000 geschätzt. Die Zulassung von Unterwasserbeschichtungen mit biozidhaltigen Antifouling-Wirkstoffen unterliegt EU-weit der Biozid-Verordnung (EU) Nr. 528/2012. Um solche Produkte zu vermarkten, müssen Hersteller oder Importeure ein zwei-stufiges Zulassungsverfahren erfolgreich abschließen: Erstens muss der im Biozid-Produkt enthaltene Wirkstoff auf EU-Ebene grundsätzlich für die vorgesehene Verwendung zugelassen werden. Zweitens muss das Biozid-Produkt selbst entweder im Mitgliedstaat oder auf Unionsebene zugelassen sein, bevor es in den Verkehr gebracht und verwendet werden darf. In der 1. Stufe ist daher ein umfangreiches Dossier zum Wirkstoff vorzulegen, in dem u.a. Stoffeigenschaften, Verhalten in der Umwelt und Wirkung auf Mensch und Organismen dokumentiert werden. Auf Grundlage dieses Dossiers führt ein EU-Mitgliedsstaat federführend eine Risikobewertung des Wirkstoffs durch. Auf der Grundlage dieser Bewertung entscheidet die EU-Kommission über die Zulassung des Wirkstoffs. Zentraler Bestandteil für den Umweltbereich ist u.a. ein Vergleich der erwarteten Umweltkonzentration im Wasser (z.B. in Sportboothäfen) mit den aus ökotoxikologischen Tests abgeleiteten Wirkungsschwellen an Organismen (z.B. Algen, Wasserflöhe oder Fische). Werden insgesamt die Risiken für Mensch und Umwelt als gering bewertet und erzielt der Wirkstoff seine bestimmungsgemäße Wirkung, so kann er prinzipiell in Antifouling-Produkten eingesetzt werden, die dann in der 2. Stufe national zugelassen werden müssen. Bisher ist noch kein Antifoulingprodukt zugelassen. Alle Antifoulings sind derzeit noch aufgrund von Übergangsregeln  ungeprüft auf dem Markt.

Umweltgifte aus Baumaterialien vermeiden

90 Prozent weniger Schadstoffausträge durch gute Planung möglich Aus Baumaterialien wie Dachbahnen, Dachsteinen, Außenputzen und Außenfarben können während der Bauphase schädliche Stoffe in die Umwelt gelangen. Das zeigt eine aktuelle Studie des Umweltbundesamts (UBA). Für das Forschungsprojekt wurden in zwei Berliner Neubaugebieten über anderthalb Jahre hinweg Proben des Regenwasserabflusses von Fassaden, Dächern und im Regenwasserkanal genommen, auf Schadstoffe und Schwermetalle analysiert und durch Modellierung auf andere typische Neubaugebiete übertragbar gemacht. Demnach gelangen insbesondere Biozide, Schutzmittel gegen Durchwurzelung sowie Zink in bedenklichen Konzentrationen in die Umwelt. Auch potenziell umweltschädliche Abbauprodukte der Biozide konnten gefunden werden. Die gute Nachricht: Die Schadstoffeinträge aus der Gebäudehülle lassen sich mit geringem Aufwand nahezu vollständig vermeiden. Aus dem Gewässermonitoring ist bereits bekannt, dass in städtischen Gebieten Schadstoffe in teils deutlich erhöhten Konzentrationen mit dem Regenwasser in die Umwelt gelangen. Allerdings konnte bislang nur in Einzelfällen nachgewiesen werden, welche Schadstoffe aus welchen Materialien dies sind. Die aktuelle Studie zeigt nun, dass vor allem die Biozide Diuron und Terbutryn aus Fassaden, die Durchwurzelungsschutzmittel Mecoprop und ⁠ MCPA ⁠ aus Dachbahnen, sowie Zink aus Dach und Fassade (verzinkte Fensterbänke, Zinkabdeckungen auf dem Dach, Putze und Anstriche) in die Umwelt gelangen. Die Biozide Diuron und Terbutryn werden als Schutzmittel gegen Algen- und Pilzbewuchs eingesetzt, die ⁠ Herbizide ⁠ Mecoprop und MCPA verhindern die Durchwurzelung von Baumaterialien durch Pflanzen. Die gemessenen Konzentrationen überschritten die Zielwerte (Umweltqualitätsnormen) für Oberflächengewässer zum Teil deutlich. Viele weitere Stoffe hingegen waren in ihrer Konzentrationshöhe unauffällig. Die nachgewiesenen Biozide und Herbizide können toxisch auf Lebewesen wie Wasserpflanzen (verminderte Fotosynthese), Kleinkrebse (verminderte Mobilität) und Fische (Verformung der Eier) wirken. Chronische Toxizität von Zink gegenüber Süßwasserorganismen – z.B. Beeinträchtigung von Wachstum und Mobilität – ist ebenfalls bekannt. Die Studie untersuchte auch, wie die Freisetzung von Schadstoffen aus Bauprojekten in die Umwelt minimiert werden kann. Demnach kann durch Berücksichtigung der Umweltbelange bereits in einer frühen Planungsphase der Eintrag um mehr als 90 Prozent reduziert werden. So verringert zum Beispiel ein breiter Dachüberstand an allen Fassaden den Kontakt mit Regenwasser. Wenn die Fassade trocken bleibt, kann nichts bzw. wenig auslaugen. Oft können auch biozid- bzw. herbizidfreie Bauprodukte eingesetzt werden. So finden sich beispielsweise häufig Durchwurzelungsschutzmittel in Dachmaterialien, die gar nicht als Gründächer geplant sind – was den Einsatz des Herbizids hier überflüssig macht. Fassaden mit mineralischem Putz schützen auch ohne Biozide vor unerwünschtem Bewuchs: Sie haben einen hohen ⁠ pH-Wert ⁠, den Algen und Pilze nicht vertragen. Ein Leitfaden des Umweltbundesamtes für Gebäudeplanung zeigt verschiedene Musterlösungen für die umweltfreundliche Bauplanung von Dächern, Fassaden und Grundstücken. Die Untersuchungen fanden von Sommer 2018 bis Winter 2020 in Berlin in zwei Neubaugebieten ähnlicher Größe und typischer Bauweise statt. Diese umfassten jeweils Gebäude mit ca. 120 Wohnungen, die mit verputzten Fassaden (Wärmedämmverbundsystem) sowie mit und ohne Dachbegrünung erbaut waren. Für einen Zeitraum von etwa 1,5 Jahren wurden für jedes Gebiet Proben des Regenwasserabflusses von Fassaden, vom Dach und Gesamtgebiet (Regenwasserkanal) genommen und auf in den Bauprodukten enthaltene organische Stoffe und Schwermetalle analysiert. Die Messergebnisse wurden anschließend modelliert und können so auf Neubauprojekte ähnlichen Umfangs übertragen werden. Die Studienergebnisse sollen auch in die Vergabekriterien des Umweltzeichens „Blauer Engel“ einfließen. Das ⁠ UBA ⁠ plant, der Jury Umweltzeichen neue Umweltzeichen und Vergabekriterien für Dachbahnen, Dachsteine, Außenputze und Außenfarben vorzuschlagen. Bereits im Sommer 2022 soll der Blaue Engel für Dachbahnen als erste neue Produktgruppe eingeführt werden. Mit Hilfe des Blauen Engels können alle, die Bau- und Renovierungsarbeiten planen, freiwillig die Nachfrage nach umweltschonenden Bauprodukten stärken und die urbane Umwelt entlasten.

Bericht: "Grüner Sand: Verbreitung, Ökophysiologie Euglena viridis var. maritma – Niedersächsisches Wattenmeer (2000-2003)"

Zusammenfassung „In der vorliegenden Arbeit wurde das Phänomen der „grünen Sände“ erforscht, welches seit 1999 im niedersächsischen Wattenmeer im Rahmen von Überwachungsflügen beobachtet wurde. Bei diesem Phänomen handelt es sich um deutlich grün gefärbte Watt- und Strandsedimente. Die Grünfärbung wird durch einen Flagellaten der Gattung Euglena hervorgerufen, der derzeit aufgrund morphologischer Bestimmungskriterien als Euglena viridis var. maritima bezeichnet wird. Er besiedelt zu Millionen das Sandlückensystem. Das Hauptziel der vorliegenden Studien war es, grundlegende Kenntnisse über die Verbreitung, Ökologie und Physiologie dieses Flagellaten zu erlangen, um abzuschätzen, welche Bedeutung Euglena viridis var. maritima im Wattenmeer zukommt und inwieweit das Massenauftreten als Warnsignal aus dem System zu werten ist. Um die großflächige interannuelle und saisonale Verbreitung von Euglena zu erfassen, wurden Daten der Flugüberwachung der Jahre 2000 bis 2003 ausgewertet sowie die saisonale Bestandsentwicklung des Jahres 2003 exemplarisch im Bereich der Insel Norderney verfolgt. Um das Habitat von Euglena genauer charakterisieren zu können, wurden im Sommer 2003 entlang von vier Transekten (Strand Norderney, Strand Memmert, Watt Mellum, Watt Norderney) einmalige Sedimentproben bzw. dreimalige am Strand Norderney entnommen und im Hinblick auf verschiedene sedimentologische, chemische und biologische Parameter analysiert. Laborversuche sollten zusätzlich Auskunft geben über die Toleranz von Euglena gegenüber unterschiedlichen Lebensbedingungen hinsichtlich der Parameter Salzgehalt, pH-Milieu und Temperatur. Die Vertikalverteilung von Euglena und einiger chemischer Parameter wurde am Weststrand von Norderney in der Zeit von Juli bis September 2003 untersucht. Ergänzend wurden Laboruntersuchungen und Feldversuche zur Photosynthese und Pigmentzusammensetzung durchgeführt. […]“

Bericht: "Grüner Sand: Vertikalwanderung, Phtosynthese Euglena viridis var. maritima - Norderneyer Strandsedimenten (2003)"

Zusammenfassung „Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich mit der Vertikalwanderung und der Photosynthese von Euglena viridis var. maritima. Der benthisch lebende Augenflagellat ist seit 1999 mit hoher Dichte in den Sedimenten des Niedersächsischen Wattenmeeres zu finden. Die Untersuchungen wurden in der Zeit von Juli bis Oktober 2003 mit Proben vom Weststrand Norderneys durchgeführt. […]“

Sub project G

Das Projekt "Sub project G" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von bbe Moldaenke GmbH durchgeführt. SIGN bearbeitet die Entwicklung und Weiterentwicklung von Konzepten des Umweltmanagements, das durch innovative Methoden der gezielten, langfristig ausgelegten Umweltbeobachtung unterstützt wird. Das Teilprojekt ErEnSen fokussiert sich dabei auf den Einsatz von neu erforschten und entwickelten Sensoren, die helfen sollen, die räumliche und zeitliche Dynamik des Algenwachstums, seiner Zusammensetzung und seines Gefährdungspotentials für Trinkwasser zu beurteilen . Das Ziel dieses Teilprojekts ist die Entwicklung und der Betrieb neuer Monitoring - Technologien. Die Aktivitäten sind unterteilt in drei Arbeitspakete (APs). Zuerst wird eine tauchbare Sonde entwickelt, die nicht nur Algen und Algenklassen, sondern auch deren photosynthetische Aktivität messen kann unabhängig vom Sonnenlicht. Das zweite AP betrifft die Entwicklung eines Monitors im Online-Betrieb, der als indirekter Cyanotoxin-Monitor bei der Trinkwasseraufnahme angewendet wird. Dieser Monitor erlaubt die Beobachtung des Status von Cyanobakterienmembranen und zieht Rückschlüsse von diesen Signalen auf die Freisetzung der Toxine aus den Zellen. Der dritte Schritt (AP3) betrifft die Einbindung des Toxinmonitors als Teil eines Bojensystems, der Monitor wird umkonstruiert zum Einsatz an einer Boje. Alle bbe Technologien werden Teil eines Frühwarn,- Monitoring und Vorhersagesystems.

Fließgewässer Biologische Qualitätskomponenten Phytoplankton Probennahme und Aufbereitung

Die Stellen der Probenentnahme sollen in freifließenden Abschnitten liegen. Staubereiche und künstlich stark aufgeweitete oder vertiefte Bereiche sind zu meiden, da sich dort die Fließgeschwindigkeit oft erheblich verlangsamt, was zu Einschichtungen oder zur Sedimentation des Phytoplanktons führen kann. Die Beprobung von Brücken ist zulässig, sofern die strömungszugewandte Seite gewählt wird. Folgende Gewässerbereiche sind für Probestellen nicht geeignet: künstliche Staubereiche in Zusammenhang mit Wasserkraftanlagen, Pegeln oder Schleusen Gewässerabschnitte direkt unterhalb von Staustufen vertiefte Bereiche wie z. B. Hafenbecken oder tiefe Schifffahrtsrinnen (Faustregel: ungeeignet, wenn um mehr als ein Drittel vertieft gegenüber der "normalen" Tiefe) künstlich aufgeweitete Bereiche (Faustregel: ungeeignet, wenn auf mehr als das Doppelte aufgeweitet gegenüber der "normalen" Breite) Für jedes Untersuchungsjahr ist eine monatliche Beprobung des Phytoplanktons im Zeitraum März bis Oktober durchzuführen. Es sollten mindestens vier Termine im Zeitraum Mai bis September liegen und letztlich mindestens sechs Termine für die biologische Bewertung zur Verfügung stehen. Eine 14-tägige Beprobung wird für die Chlorophyll-a-Bestimmung und für die Nährstoffe empfohlen. Die Proben sollten in der Strommitte mit einem Wasserschöpfer (Ruttner- oder Van-Dorn-Fallschöpfer) in der Regel aus einer Tiefe von 0,5 m entnommen werden. Dies kann z. B. von einer Brücke aus auf der strömungszugewandten Seite geschehen. Es werden keine Planktonnetze verwendet. In langsam fließenden Fließgewässern kann es zu horizontalen Einschichtungen des Phytoplanktons im Wasserkörper kommen. Bei sichtbaren Aufrahmungen von Algen und einer Sichttiefe unter 1 m wird eine zweite Probe von der Gewässeroberfläche entnommen und mit der Probe aus 0,5 m zu einer Mischprobe vereint. An jedem Probenahmetermin sind für die PhytoFluss-Bewertung aus der Potamoplankton-Schöpf­probe aus 0,5 m Tiefe mindestens folgende drei Teilproben herzustellen: Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrock­net werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrock­net werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Alle Proben werden mit einem Etikett beschriftet, das jeweils den Namen des Gewässers und der Probestelle, das Probenahmedatum sowie möglichst auch eine fortlaufende Labor-Probennummer angibt. Es sollte sichergestellt sein, dass die unfixierten Proben noch am selben Tag zur Filtration im chemischen Labor eingehen. Die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) einer Wasserprobe ist spektralphotometrisch zu messen. Sie korreliert mit der Biomasse des enthaltenen Phytoplanktons, da alle Arten dieses Pigment zur Photosynthese nutzen. Die Chlorophyll a-Konzentration wird für das PhytoFluss-Verfahren als Kenngröße für die Biomasse des Phytoplanktons verwendet. Die Wasserproben müssen noch am Probenahmetag mit einer Vakuumpumpe auf einen Glasfilter filtriert werden (Abbildung 2). Der Filterrückstand enthält die Algen und deren Pigmente. Die Bestimmung der Chlorophyll a-Konzentration nach der Norm (DIN 38409-H60 2019) beruht auf der ethanolischen Heißextraktion aus dem Filterrückstand und der anschließenden Absorptionsmessung bei 665 nm, wobei auch Phaeopigmente (Abbauprodukte des Chlorophyll) mit erfasst werden. Nach quantitativer Überführung des Chlorophyll a in Phaeopigmente mittels Ansäuern wird eine erneute Messung bei 665 nm durchgeführt. Eventuell auftretende Trübungen werden durch Messungen bei 750 nm korrigiert. Aus den photometrischen Analyse-Ergebnissen kann der Chlorophyll a-Wert nach DIN (mit Phaeophytinabzug) errechnet werden: Chl a DIN = Gesamtpigment – (Phaeophytin/1,7) Die Angabe der Pigmentkonzentrationen erfolgt üblicherweise in µg/l. Ziel der mikroskopischen Analyse sind die taxonomische Bestimmung sowie repräsentative Vermessungen der Algenzellen zur Ermittlung des Biovolumens der Phytoplanktontaxa. Dies erfolgt an speziellen Umkehrmikroskopen nach dem genormten "Utermöhl-Verfahren" (DIN EN 15204). Dafür werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert (s. Abb. 1). In einem definierten Volumen der Lugol-fixierten Probe werden die Taxa bestimmt und gezählt. Der Volumenbezug dient der Rückberechnung auf die im Gewässer herrschende Algendichte "Biovolumen/Liter". Anschließend wird ihr Verdrängungsvolumen, das sogenannte Biovolumen, unter Berücksichtigung ihrer unterschiedlichen Größen und Formen berechnet. Weitere Festlegungen, wie etwa zur mikroskopischen Bearbeitung und Auswertungsstrategie, wurden u. a. von Nixdorf et al. (2010) getroffen. Für die Mikroskopie werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert. Da die Zellkonzentration in Abhängigkeit von der Artenzusammensetzung und der Saison sehr stark schwanken kann, sind Orientierungswerte zur Auswahl des benötigten Absetzvolumens sowie die Chlorophyll a-Konzentration der Probe hilfreich. In der Verfahrensanleitung (Mischke et al. 2022) sind Beispiele mit Orientierungswerten genannt. Für die weitere Konservierung oder Weiterverarbeitung der Proben stehen je nach Fixierungsmethode im Gelände mehrere Varianten zur Verfügung. Die Wahl der passenden Methode richtet sich auch danach, wie lange die Probe bis zur endgültigen taxonomischen Bearbeitung gelagert werden muss. Variante "Filterprobe": Zeitnah zur Probenahme bzw. möglichst am selben Tag ist das in der Regel 1 Liter unfixierte Probenvolumen auf Cellulosenitrat-Membran­filter zu filtrieren. Nach anschließender Lufttrocknung (s. auch Nixdorf et al. 2010) können die Filter in Plexiglas-Petrischalen ohne Konservierungsmittel längere Zeit aufbewahrt werden. Anmerkung : Celluloseacetatfilter haben sich nicht bewährt, da diese beim späteren Aufschluss unter heißer Säure und H 2 O 2 verklumpen. Ebenfalls ungeeignet ist die Verwendung von Glasfaserfiltern. Diese hinterlassen beim späteren Aufschluss eine hohe Zahl von Glasfasern, die das mikroskopische Bild überlagern und damit eine zuverlässige Bearbeitung im Mikroskop unmöglich machen. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis deutlich über ein Jahr geeignet. Variante "Alkoholprobe": Das vorfixierte Probenmaterial muss im Labor 2-3 Tage in der Kautexflasche absedimentieren. Der Überstand wird anschließend vorsichtig mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der aufgeschüttelte Rückstand wird in dicht schließende Flaschen abgefüllt und mit 96%igem Ethanol/Isopropanol (unvergällt, d. h. kein Brennspiritus!) im Verhältnis 1:5 nachfixiert. Ein Gesamtvolumen von 100 ml Diatomeen-Suspension ist ausreichend. Zur taxonomischen Bestimmung muss ein Diatomeenpräparat mit Probenaufschluss mittels Wasserstoffperoxid angefertigt werden (siehe Variante 2 in Nixdorf et. al. 2010; S. 14-15). Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis rund 6 Monate geeignet. Kühlung (4-8°C) verlängert die mögliche Lagerzeit. Variante "Lugolprobe": Sind nur Lugol-fixierte Proben verfügbar, muss das jodhaltige Fixierungsmittel vor dem Aufschluss der Diatomeen folgendermaßen ausgewaschen werden: Die Proben werden mindestens 2 Tage zur Absedimentierung stehen gelassen. Der Überstand wird mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt und mit H 2 O dest. auf ca. 250 ml aufgefüllt. Dieser Auswaschvorgang wird noch zweimal wiederholt. Anschließend kann die Probe zur Analyse aufgeschlossen werden (Verfahren s. auch Nixdorf et. al. 2010). Diese Art der Konservierung ist mit Kühlung (4-8°C) für Lagerzeiten von 6 Monaten bis maximal ein Jahr geeignet. Lugol-fixierte Proben dürfen nicht in Plastikflaschen aufbewahrt werden, da das Jod des Fixiermittels von der Flaschenwandung aufgenommen wird und die Fixierung dann abgeschwächt ist. Zudem kann die Kontrolle der Färbung der Probe (Cognac-farben) wegen der Durchfärbung der PE-Flaschenwände nicht mehr stattfinden. Falls die Diatomeen-Bestimmungen nicht ohnehin obligatorisch erfolgen, entscheiden über deren Durchführung die in der Utermöhl-Zählung gefundenen Anzahlen von Taxa und Indikatortaxa des gesamten Jahrgangs. Dieses Prozedere mit fakultativer Diatomeen-Analyse nach Abschluss der Utermöhl-Taxonomie erfordert in der Praxis eine Haltbarkeit der Diatomeenproben, die deutlich über einem Jahr liegen kann.

Seen Biologische Qualitätskomponenten Phytoplankton Probennahme und Aufbereitung

Für die See-Bewertung mit Phytoplankton sind mindestens sechs Probenahmen pro Jahr in der Vegetationsperiode von März/April bis Oktober/November vorzusehen, wobei mindestens vier Untersuchungstermine im Zeitraum Mai bis September liegen sollen. Über dem tiefsten Punkt des Sees sollen von einem Boot aus mit einem Wasserschöpfer Planktonproben entnommen werden. Zum Auffinden der richtigen Stelle sind Tiefenkarten wichtig. Vor jeder Untersuchung sollte eine Überprüfung mit Echolotung oder Lotung und ggf. GPS erfolgen. Für Langzeituntersuchungen ist eine Bojen-Markierung zu empfehlen. Optimal ist die Verwendung eines Tiefen-Integralschöpfers, welcher beim Durchfahren der Wassersäule kontinuierlich und automatisch eine Mischprobe der gesamten Wassersäule entnimmt. Alternativ können Punktproben, je nach Tiefe des Sees in Schritten von 1 m (polymiktische Seen) oder maximal 2 Metern (tiefe Seen) zu einer Mischprobe vereinigt werden. Hierzu sind verschiedene Wasserschöpfer wie Röhren- oder Schlauch-Sampler (s. Abb. 1) geeignet. Abb. 1: Links: Tiefenintegrierender Probennehmer. Rechts: Friedinger-Schöpfer zur Entnahme von Tiefenstufenproben (Fotos: Eberhard Hoehn) Vor der Probenahme ist festzustellen, welchem Schichtungstyp das zu untersuchende Gewässer zugeordnet wird, da sich die Probenahme bei geschichteten (di- und monomiktischen) und weitgehend ungeschichteten (polymiktischen) Seen unterscheidet. Ein See gilt als geschichtet, wenn mit regelmäßigen Temperaturmessungen im Tiefenprofil und Jahresgang eine durchgehende Schichtungsperiode von mehr als drei Monaten festgestellt wurde. Vor Beginn der Probenahme wird die Sichttiefe mit einer weißen Scheibe (Secchi-Scheibe) gemessen, für die nach ISO 7027-2:2016 ein Durchmesser von 20 cm empfohlen wird (für sehr hohe Sichttiefen > 10 m können größere Scheiben verwendet werden). Sie wird an einem Maßband so lange in die Tiefe abgelassen bis sie gerade nicht mehr sichtbar ist und dann wieder angehoben bis man die Scheibe gerade wieder erkennt. Aus diesen beiden Werten wird ein Mittelwert gebildet. Die so ermittelte Tiefe ist die sogenannte Secchi-Sichttiefe. Zur Ausschaltung von störenden Reflektionen sowie bei bewegter Wasseroberfläche ist zur Verbesserung der Erkennbarkeit der Scheibe ein Secchiskop – eine Sichtröhre mit Glasboden ‑ zu verwenden. Der Tiefenbereich bis zur 2,5fachen Secchi-Sichttiefe ist der Bereich, in dem das Phytoplankton gut wachsen kann. Er wird als euphotische Zone, seine untere Grenze als euphotische Tiefe bezeichnet. Anschließend werden mit Messsonden in festen Tiefenschritten (0,5 oder 1 m) zumindest die Temperaturwerte ermittelt. Weitere relevante Sondenparameter sind Sauerstoffgehalt, elektrische Leitfähigkeit, pH-Wert, Redoxpotenzial und Chlorophyll-a-Konzentration. Es können Tiefenprofile erstellt werden, anhand derer eine Temperaturschichtung, Sauerstoff-Defizite oder Tiefenchlorophyll-Maxima (DCM = deep chlorophyll maximum) festgestellt werden können. Ungeschichtete oder polymiktische Seen sind über das ganze Jahr hinweg bis zum Grund durchmischt. Lediglich in stabilen Wetterlagen können kürzere Phasen der Temperaturschichtung auftreten. In polymiktischen Seen erfolgt die Probenentnahme stets aus der gesamten Wassersäule bis etwa 1 m über Grund, maximal bis in eine Tiefe von 6 m. Trifft man den See z. B. im Hochsommer in einer Phase mit Temperaturschichtung an, so wird die Probenahme dennoch unverändert durchgeführt. In geschichteten Seen ist die "richtige" Probenahmetiefe differenzierter zu ermitteln: Um in geschichteten Seen die Mächtigkeit der oberen durchmischten Schicht, des Epilimnions, festzustellen, wird das Temperatur-Tiefenprofil herangezogen. Wenn sich die Temperatur in der Tiefe schnell abkühlt und die Temperaturänderung 1°K pro Meter überschreitet, liegt eine sog. Sprungschicht vor. Die Zone bis zur Sprungschicht wird als Epilimnion bezeichnet, die Zone der starken Temperaturänderung als Metalimnion und die kühle, in der Temperatur wieder konstantere, darunter liegende Schicht als Hypolimnion. Während der Vollzirkulation mit Temperaturausgleich bis zum Grund ‑ meist im Zeitraum von Herbst bis Frühjahr ‑ soll die Probe aus der durchmischten Schicht bis zur mittleren Tiefe des Sees stammen, jedoch bis maximal 10 m Tiefe, in sehr tiefen Seen mit maximal 20 m Tiefe. Während der Phase der Temperaturschichtung sind folgende Fälle zu unterscheiden: In eher trüben Seen ist das Epilimnion zu beproben. Die euphotische Zone oder -Tiefe (2,5fache Secchitiefe) liegt innerhalb des Epilimnions. In klaren Seen, in denen die euphotische Zone über das Epilimnion hinausgeht und in die Sprungschicht oder sogar ins Hypolimnion hineinragt, muss die Wassersäule bis zur euphotischen Tiefe beprobt werden. Es gilt also: Die "tiefere" Kenngröße (Epilimniontiefe oder euphotische Tiefe) gibt die Probenahmetiefe für die Mischprobe an. Es ist darauf zu achten, dass die Probenahme nicht in ein sauerstoffreies, durch Schwefelwasserstoffbildung oder Nährstoffrücklösung geprägtes Hypolimnion hineinreicht und mindestens einen Meter darüber endet. Ausgeprägte Tiefenchlorophyll-Maxima sollen ebenfalls erfasst werden. Um diese festzustellen, muss allerdings eine Chlorophyll-Sonde (Fluoreszenzsonde) im Einsatz sein. Diese und weitere Details sowie Spezialfälle der Probenahme sind in der Methodenbeschreibung von Nixdorf et al. (2010) und der Europäischen Norm DIN EN 16698 differenziert beschrieben. Aus der so gewonnenen Mischprobe wird in der Regel sowohl die Phytoplanktonprobe als auch die chemische Probe für die Chlorophyll a-Bestimmung und ggf. weitere chemische Parameter (z. B. Gesamtphosphor) entnommen. Probenahme für die Anwendung des Diatomeenindex Profundal (DI-PROF): Die sich über das Jahr im Plankton entwickelnden Kieselalgen (Diatomeen) sinken aufgrund des Gewichts ihrer Schalen auf den Seeboden ab. Am Ende des Jahres befinden sich die Schalen in einer halbflüssigen, oben aufschwimmenden Sedimentschicht und die Probe (ca. 10 ml) wird mit einem Röhrensammler (Kajak-Corer) genommen. Die so ermittelten Kieselalgenbefunde können mit dem Index DI-PROF zur Trophiebewertung herangezogen werden, welcher in den PhytoSee-Index eingerechnet werden kann. An jedem Probenahmetermin sind aus der Mischprobe mindestens zwei Teilproben (1. und 2.) und zusätzlich fakultativ eine Diatomeenprobe (3.) herzustellen: 1. Chlorophyll a-Probe : 0,5-2 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flaschen, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Weiterbehandlung. 2. Phytoplanktonprobe : Lugol-fixiert für die Analyse nach Utermöhl-Methodik, Gefäß: 100 ml-Klarglas-Enghalsflasche, im Labor: bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr haltbar. 3. Diatomeenprobe (fakultativ) für die spätere Herstellung eines Diatomeenpräparats. Die Wahl der Fixierungsmethode sollte sich an den erforderlichen Lagerzeiten und –möglichkeiten orientieren, s. hierzu Abschnitt " Aufbereitung der planktischen Kieselalgen (Diatomeenpräparat)" Variante " Filterprobe "(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft-getrocknet werden. Variante " Alkoholprobe " (empfohlen, jedoch kürzere Lagerzeit): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren im Labor. Variante " Lugolprobe ": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) einer Wasserprobe wird meist spektralphotometrisch gemessen. Sie korreliert mit der Biomasse des enthaltenen Phytoplanktons, da alle Arten dieses Pigment zur Photosynthese nutzen. Die Wasserproben müssen noch am Probenahmetag mit einer Vakuumpumpe auf einen Glasfilter filtriert werden. Der Filterrückstand enthält die Algen und deren Pigmente. Die Bestimmung der Chlorophyll-a-Konzentration nach der Norm (DIN 38409-H60 2017) beruht auf der ethanolischen Heißextraktion des Filterrückstands einer Wasserprobe und der anschließenden Absorptionsmessung bei 665 nm. Hier werden Phaeopigmente – photosynthetisch nicht mehr wirksame Abbauprodukte des Chlorophylls ‑ miterfasst. Nach Überführung des gesamten Chlorophyll-a in Phaeopigmente durch Ansäuerung wird eine erneute Messung bei 665 nm durchgeführt. Somit kann rechnerisch auf die ursprüngliche Chlorophyll-a-Konzentration der Wasserprobe rückgeschlossen werden. Im Messwert des Chlorophyll-a nach DIN sind die Phaeopigmente nicht mehr enthalten. Ziel der mikroskopischen Analyse ist die Bestimmung des Biovolumens des Phytoplanktons. Die Analyse des Phytoplanktons erfolgt an einem Umkehrmikroskop. Dafür werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert (s. Abb. 5). Für die Mikroskopie werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert. Da die Zellkonzentration in Abhängigkeit von der Artenzusammensetzung und der Saison sehr stark schwanken kann, sind Orientierungswerte zur Auswahl des benötigten Absetzvolumens sowie die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) der Probe hilfreich. In der Verfahrensanleitung (Riedmüller et al. 2022) sind Beispiele mit Orientierungswerten genannt. Für die weitere Konservierung oder Weiterverarbeitung der Proben stehen je nach Fixierungsmethode im Gelände mehrere Varianten zur Verfügung. Die Wahl der passenden Methode richtet sich auch danach, wie lange die Probe bis zur endgültigen taxonomischen Bearbeitung gelagert werden muss. Weitere Details in Nixdorf et al. (2010). Variante "Filterprobe" : Zeitnah zur Probenahme bzw. möglichst am selben Tag ist das in der Regel 1 Liter unfixierte Probenvolumen auf Cellulosenitrat-Membran­filter zu filtrieren. Nach anschließender Lufttrocknung können die Filter in Plexiglas-Petrischalen ohne Konservierungsmittel längere Zeit aufbewahrt werden. Anmerkung : Celluloseacetatfilter haben sich nicht bewährt, da diese beim späteren Aufschluss unter heißer Säure und H 2 O 2 verklumpen. Ebenfalls ungeeignet ist die Verwendung von Glasfaserfiltern. Diese hinterlassen beim späteren Aufschluss eine hohe Zahl von Glasfasern, die das mikroskopische Bild der Algen überlagern und damit eine zuverlässige Bearbeitung unmöglich machen. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis deutlich über ein Jahr geeignet. Variante "Alkoholprobe" : Das vorfixierte Probenmaterial muss im Labor 2-3 Tage in der Kautexflasche absedimentieren. Der Überstand wird anschließend vorsichtig mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der aufgeschüttelte Rückstand wird in dicht schließende Flaschen abgefüllt und mit 96%igem Ethanol/Isopropanol (unvergällt, d. h. kein Brennspiritus!) im Verhältnis 1:5 nachfixiert. Ein Gesamtvolumen von 100 ml Diatomeen-Suspension ist ausreichend. Zur taxonomischen Bestimmung muss ein Diatomeenpräparat mit Probenaufschluss mittels Wasserstoffperoxid angefertigt werden. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis rund 6 Monate geeignet. Kühlung (4-8°C) verlängert die mögliche Lagerzeit. Variante "Lugolprobe" : Sind nur Lugol-fixierte Proben verfügbar, muss das jodhaltige Fixierungsmittel vor dem Aufschluss der Diatomeen folgendermaßen ausgewaschen werden: Die Proben werden mindestens 2 Tage zur Absedimentierung stehen gelassen. Der Überstand wird mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt und mit H 2 O dest. auf ca. 250 ml aufgefüllt. Dieser Auswaschvorgang wird noch zweimal wiederholt. Anschließend kann die Probe zur Analyse aufgeschlossen werden. Diese Art der Konservierung ist mit Kühlung von 4-8°C für Lagerzeiten bis 6 Monate bis ggf. maximal ein Jahr geeignet. Lugol-fixierte Proben dürfen nicht in Plastikflaschen aufbewahrt werden, da das Jod des Fixiermittels von der Flaschenwandung aufgenommen und die Fixierung dann abgeschwächt wird. Zudem kann die Kontrolle der Färbung der Probe (Cognac-farben) wegen der Durchfärbung der PE-Flaschenwände nicht mehr stattfinden.

Oberflächen für Solarzellen

Die Suche nach einer Lösung zur Steigerung des Wirkungsgrads von Solarzellen führte Forscher vom Karlsruher Institut für Technologie (KIT) zu den höheren Pflanzen. Photovoltaik ähnelt im Prinzip der von Pflanzen betriebenen Photosynthese: Lichtenergie wird absorbiert und in eine andere Form von Energie umgewandelt. Dabei hängt die Effizienz entscheidend davon ab, wie gut das Lichtspektrum des Sonnenlichts ausgenutzt werden kann und ob eine hohe Absorptionsleistung auch bei verschiedenen Einfallswinkeln des auftreffenden Lichts erreicht wird. Bei der Photovoltaik ist das Lichtspektrum des Sonnenlichts, das ausgenutzt werden kann, materialabhängig und damit begrenzt. Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler untersuchten das äußere Abschlussgewebe verschiedener Pflanzen auf ihre optischen Eigenschaften und vor allem auf ihre Antireflexwirkung. Es zeigte sich, dass die Epidermis der Blütenblätter der Rose besondere Antireflexwirkungen mit einem breiten Absorptionsspektrum und hoher Einfallswinkeltoleranz aufweist. Diese Eigenschaften sind dafür verantwortlich, dass die Blütenblätter trotz unterschiedlicher Lichtverhältnisse starke Farbkontraste ausbilden und damit die Chance auf Bestäubung erhöhen. Auf der Epidermis wurde ein ungeordnetes Feld dicht gedrängter Mikrostrukturen und anscheinend zufällig platzierter Nanostrukturen entdeckt. Diese Oberflächenstrukturen wurden in einen transparenten Kleber umgesetzt, der nach der Aushärtung durch UV-Licht in eine organische Solarzelle integriert wurde. Durch die Integration der Oberflächenstrukturen erhöhte sich der Wirkungsgrad bei senkrechtem Lichteinfall um 12 Prozent (relative Steigerung). Bei sehr flachen Einfallswinkeln fiel die Effizienzsteigerung noch höher aus. Die Forscher führen die Steigerung vor allem auf die hervorragende richtungsunabhängige Antireflexwirkung der nachgebildeten Epidermis zurück. Aus den Ergebnissen kann eine Rohstoffeinsparung in der Nutzungsphase abgeleitet werden, da mit weniger Solarzellen ein vergleichbarer Energieertrag erzielt werden kann. Weiterhin leistet die Wirkungsgradsteigerung einen Beitrag zur effizienten Energieerzeugung.

Wirkung von UV-B-Strahlung und Wasserstress auf Fichte (Picea abies L. Karst.)

Das Projekt "Wirkung von UV-B-Strahlung und Wasserstress auf Fichte (Picea abies L. Karst.)" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Fraunhofer-Gesellschaft zur Förderung der Angewandten Forschung, Fraunhofer-Institut für Atmosphärische Umweltforschung durchgeführt. Die Wirkung von UV-B-Strahlung (280-320 nm) auf Pflanzen ist vielschichtig und erst in Ansaetzen verstanden. Insbesondere bei Baeumen ist ueber die Wirkung von UV-B-Strahlung in Kombination mit anderen Umweltfaktoren wenig bekannt. Die Fichte Picea abies (L.) Karst ist eine wirtschaftlich wichtige Baumart Bayerns. Eine stete Zunahme der UV-B-Strahlungsintensitaet und ihre Auswirkung auf den Fichtenbestand ist deshalb nicht nur von oekologischer, sondern auch oekonomischer Bedeutung. Ziel des Projektantrags ist es, die interaktive Wirkung von UV-B-Strahlung und sommerlichem Trockenstress auf Jungfichten zu untersuchen. Unter Ausnutzung der natuerlichen Erhoehung der UV-B-Strahlung mit zunehmender Hoehe in der Troposphaere werden Klimakammerexperimente auf dem Wank in 1780 m ue.N.N. in speziell dafuer entwickelten Solardomen durchgefuehrt. Schwerpunkte der Arbeiten sind Untersuchungen ueber die Auswirkung der zunehmenden UV-B-Strahlung auf den photosynthetischen Gaswechsel, die Emission von fluechtigen organischen Verbindungen, die Bildung von isoprenoiden Verbindungen in den Nadeln sowie auf die pflanzlichen Schutzsysteme den antioxidativen Stoffwechsel und die UV-B Schirmpigmente der Fichten. Mit Hilfe dieser Untersuchungen sollen (i) Aussagen ueber das jahreszeitliche Verhalten der Fichten erarbeitet, (insbesondere in welcher Phase der Nadelentwicklung die Beeinflussung durch UV-B-Strahlung am hoechsten ist, (ii) der Einfluss von sommerlichem Trockenstress auf dieses Verhalten beschrieben, (iii) und moegliche Konsequenzen fuer das Wachstum der Fichten abgeschaetzt werden.

Wirkung der UV-Strahlung auf Nutzpflanzen

Das Projekt "Wirkung der UV-Strahlung auf Nutzpflanzen" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Freiburg, Institut für Biologie II durchgeführt. Die Studie galt potentiellen Auswirkungen einer durch Ozonabbau bedingten Zunahme der UV-Einstrahlung auf Pflanzen. In Freilandexperimenten wurden schaedigungsempfindliche Pflanzenarten bzw. Entwicklungsstadien ermittelt. UV-Schaeden wurden ebenso wie UV-Schutzreaktionen durch Wirkungsspektren quantifiziert. Bohnenpflanzen (Phaseolus) und Cruciferen-Keimlinge (bes. Senf, Kresse) erwiesen sich als schaedigungsanfaellig. Bei UV-sensitiven Systemen wurde eine im Sonnenlicht sehr effektive, dem Schaden entgegenwirkende Photoreaktivierung gefunden. Als weit verbreitet erwies sich die durch UV selbst induzierte Bildung UV-adsorbierender Schutzpigmente in Epidermen. Aufgrund der gefundenen Komplexitaet der UV-Schaedigungs- und Schutzphaenomene ist eine exakte Prognose noch nicht moeglich, wenn auch die Analyse darauf hindeutet, dass eine realistischen Schaetzungen entsprechende Ozonreduktion nicht zu Schaeden fuehren duerfte.

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