To enable the ISC3 a quick start in its substantive work, the customers ( UBA / BMUB ) have commis-sioned the drafting of three studies. The objective of this study was to identify to identify priority top-ics, i.e. technical solutions, concepts, business models etc., in the field of Sustainable Chemistry. A desk-top research has been performed to elucidate specific challenges and recent innovations in different fields of application and industrial sectors: 1) petrochemicals and base chemicals, 2) polymers,3) agro-chemicals (pesticides), 4) fertilisers, 5) coatings, dyes, pigments and adhesives, 6) detergents, cleaning agents and personal care products, 7) chemical fibres, 8) construction chemistry , 9) pharmaceuticals, 10) nanomaterials. Other chapters depict funding programmes and awards related to sustainable chemistry in the EU and the U.S., as well as tax instruments, funding and regulatory framework condi-tions supporting sustainable chemistry in Brazil as an example of a major emerging region with strong chemical industry. Finally, two separate chapters have been dedicated to the issue of sustainability assessment, in which a more in-depth discussion on the aspect of sustainability is provided for two examples: a) construction materials for thermal insulation as an application field and b) different synthesis routes from fossil and renewable feedstock to acrylic acid. Veröffentlicht in Texte | 83/2017.
Das Ergebnis einer Literaturrecherche zeigt, dass nicht-technische PCB über bestimmte chemische Prozesse (Herstellung von Pigmenten) und bedruckte Konsumgüter in die Umwelt gelangen können. PCB-Messungen an ausgewählten Abfällen und Erzeugnissen bestätigen das Vorkommen in Pigmenten, obgleich nur geringe PCB Belastungen in den untersuchten Proben nachgewiesen werden konnten. Im Vorhaben wurden außerdem ausgewählte Abfallströme auf das als persistenter organischer Schadstoff geltende Flammschutzmittel Decabromdiphenylether (decaBDE) untersucht. Auf der Grundlage der Ergebnisse wurden Vorschläge zur Grenzwertsetzung und zu möglichen Entsorgungswegen für DecaBDE -haltige Abfälle abgeleitet. Veröffentlicht in Texte | 111/2020.
Greenpeace verschärft den Protest gegen Dünnsäureverklappung durch eine Serie von Aktionen: In Nordenham an der Verladepier von Kronos Titan, in Duisburg bei der "Pigment-Chemie Sachtleben" und in Tracy (Quebec) bei der "Tioxide of Canada". Am Jahresende kündigen Kronos Titan und Pigment Chemie den Bau von Recycling-Anlagen an und versprechen das Ende der Dünnsäureverklappung für 1988.
Um dem ISC3 einen schnellen Einstieg in die fachliche Arbeit zu ermöglichen, haben die Auftraggeber (UBA/BMUB) die Erstellung dreier Studien beauftragt. Ziel dieser Studie war die Identifizierung prioritärer Themen, d.h. technischer Lösungen, Konzepte, Geschäftsmodelle etc. im Bereich der nachhaltigen Chemie. Eine Literaturrecherche wurde durchgeführt, die spezifische Herausforderungen und jüngste Innovationen in verschiedenen Anwendungsfeldern und Sektoren beleuchten: 1) Petro- und Basischemie, 2) Polymere, 3) Agrochemikalien (Pflanzenschutz), 4) Düngemittel, 5) Farbstoffe, Lacke, Pigmente und Klebstoffe, 6) Wasch-, Reinigungs- und Körperpflegemittel, 7) Chemiefasern, 8)Bauchemie, 9) Pharmazeutika und 10) Nanomaterialien. Weitere Kapitel beschreiben Förderprogramme und Auszeichnun-gen im Bereich der nachhaltigen Chemie in Europa und den USA, sowie Steuerinstrumente, Förder- und regulatorische Rahmenbedingungen am Beispiel Brasilien als Schwellenland. Zum Schluss wurden zwei Kapitel der Thematik der Nachhaltigkeitsbewertung gewidmet, in diesen werden Aspekte der Nachhaltigkeit anhand von zwei Beispielen diskutiert: a) Baumaterialien zur Wärmedämmung als Anwendungs-bereich und b) verschiedene Syntheserouten auf Basis fossiler und nachwachsender Rohstoffe zu Acrylsäure. Quelle: Foschungsbericht
Um die Risiken für Mensch und Umwelt abschätzen zu können, besteht Forschungsbedarf zur Identifizierung, Quantifizierung und Bewertung des Vorkommens nicht-technischer polychlorierter Biphenyle (PCB) Kongenere bzw. von Decabromdiphenylether (DecaBDE) in Erzeugnissen und Abfällen. Vor diesem Hintergrund hat das Umweltbundesamt das Forschungsvorhaben mit dem Titel "Untersuchung von Abfällen auf das Vorkommen nicht-technischer PCB-Kongenere und DecaBDE" initiiert. Das Projekt dient der Identifizierung von Erzeugnissen, Prozessen und Mechanismen, durch die es zu ungewollter Bildung von PCB kommen kann, sowie die Ermittlung und Beprobung entsprechender Abfallströme. Zudem wird das Vorkommen von DecaBDE in Abfällen untersucht. Forschungsbedarf ergibt sich insbesondere aus der Tatsache, dass DecaBDE auf der 8. Vertragsstaatenkonferenz des Stockholmer Übereinkommens als persistenter organischer Schadstoff in Anhang A (Eliminierung) aufgenommen wurde. Hierzu werden aktuelle Informationen aus der Literatur dargestellt und es wurden gezielte Labormessungen von repräsentativen Proben aus relevanten Abfällen, welche nicht-technische PCB-Kongenere und/oder DecaBDE enthalten könnten durchgeführt. Auf der Grundlage der Ergebnisse sollen die Risiken für Mensch und Umwelt sowie die Auswirkungen auf die Abfallwirtschaft abgeschätzt, sowie Vorschläge zur Grenzwertsetzung und zu möglichen Entsorgungswegen gemacht werden. Quelle: Forschungsbericht
Das Ergebnis einer Literaturrecherche zeigt, dass nicht-technische PCB über bestimmte chemische Prozesse (Herstellung von Pigmenten) und bedruckte Konsumgüter in die Umwelt gelangen können. PCB-Messungen an ausgewählten Abfällen und Erzeugnissen bestätigen das Vorkommen in Pigmenten, obgleich nur geringe PCB Belastungen in den untersuchten Proben nachgewiesen werden konnten. Im Vorhaben wurden außerdem ausgewählte Abfallströme auf das als persistenter organischer Schadstoff geltende Flammschutzmittel Decabromdiphenylether (decaBDE) untersucht. Auf der Grundlage der Ergebnisse wurden Vorschläge zur Grenzwertsetzung und zu möglichen Entsorgungswegen für DecaBDE-haltige Abfälle abgeleitet.
Die Stellen der Probenentnahme sollen in freifließenden Abschnitten liegen. Staubereiche und künstlich stark aufgeweitete oder vertiefte Bereiche sind zu meiden, da sich dort die Fließgeschwindigkeit oft erheblich verlangsamt, was zu Einschichtungen oder zur Sedimentation des Phytoplanktons führen kann. Die Beprobung von Brücken ist zulässig, sofern die strömungszugewandte Seite gewählt wird. Folgende Gewässerbereiche sind für Probestellen nicht geeignet: künstliche Staubereiche in Zusammenhang mit Wasserkraftanlagen, Pegeln oder Schleusen Gewässerabschnitte direkt unterhalb von Staustufen vertiefte Bereiche wie z. B. Hafenbecken oder tiefe Schifffahrtsrinnen (Faustregel: ungeeignet, wenn um mehr als ein Drittel vertieft gegenüber der "normalen" Tiefe) künstlich aufgeweitete Bereiche (Faustregel: ungeeignet, wenn auf mehr als das Doppelte aufgeweitet gegenüber der "normalen" Breite) Für jedes Untersuchungsjahr ist eine monatliche Beprobung des Phytoplanktons im Zeitraum März bis Oktober durchzuführen. Es sollten mindestens vier Termine im Zeitraum Mai bis September liegen und letztlich mindestens sechs Termine für die biologische Bewertung zur Verfügung stehen. Eine 14-tägige Beprobung wird für die Chlorophyll-a-Bestimmung und für die Nährstoffe empfohlen. Die Proben sollten in der Strommitte mit einem Wasserschöpfer (Ruttner- oder Van-Dorn-Fallschöpfer) in der Regel aus einer Tiefe von 0,5 m entnommen werden. Dies kann z. B. von einer Brücke aus auf der strömungszugewandten Seite geschehen. Es werden keine Planktonnetze verwendet. In langsam fließenden Fließgewässern kann es zu horizontalen Einschichtungen des Phytoplanktons im Wasserkörper kommen. Bei sichtbaren Aufrahmungen von Algen und einer Sichttiefe unter 1 m wird eine zweite Probe von der Gewässeroberfläche entnommen und mit der Probe aus 0,5 m zu einer Mischprobe vereint. An jedem Probenahmetermin sind für die PhytoFluss-Bewertung aus der Potamoplankton-Schöpfprobe aus 0,5 m Tiefe mindestens folgende drei Teilproben herzustellen: Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrocknet werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrocknet werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Alle Proben werden mit einem Etikett beschriftet, das jeweils den Namen des Gewässers und der Probestelle, das Probenahmedatum sowie möglichst auch eine fortlaufende Labor-Probennummer angibt. Es sollte sichergestellt sein, dass die unfixierten Proben noch am selben Tag zur Filtration im chemischen Labor eingehen. Die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) einer Wasserprobe ist spektralphotometrisch zu messen. Sie korreliert mit der Biomasse des enthaltenen Phytoplanktons, da alle Arten dieses Pigment zur Photosynthese nutzen. Die Chlorophyll a-Konzentration wird für das PhytoFluss-Verfahren als Kenngröße für die Biomasse des Phytoplanktons verwendet. Die Wasserproben müssen noch am Probenahmetag mit einer Vakuumpumpe auf einen Glasfilter filtriert werden (Abbildung 2). Der Filterrückstand enthält die Algen und deren Pigmente. Die Bestimmung der Chlorophyll a-Konzentration nach der Norm (DIN 38409-H60 2019) beruht auf der ethanolischen Heißextraktion aus dem Filterrückstand und der anschließenden Absorptionsmessung bei 665 nm, wobei auch Phaeopigmente (Abbauprodukte des Chlorophyll) mit erfasst werden. Nach quantitativer Überführung des Chlorophyll a in Phaeopigmente mittels Ansäuern wird eine erneute Messung bei 665 nm durchgeführt. Eventuell auftretende Trübungen werden durch Messungen bei 750 nm korrigiert. Aus den photometrischen Analyse-Ergebnissen kann der Chlorophyll a-Wert nach DIN (mit Phaeophytinabzug) errechnet werden: Chl a DIN = Gesamtpigment – (Phaeophytin/1,7) Die Angabe der Pigmentkonzentrationen erfolgt üblicherweise in µg/l. Ziel der mikroskopischen Analyse sind die taxonomische Bestimmung sowie repräsentative Vermessungen der Algenzellen zur Ermittlung des Biovolumens der Phytoplanktontaxa. Dies erfolgt an speziellen Umkehrmikroskopen nach dem genormten "Utermöhl-Verfahren" (DIN EN 15204). Dafür werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert (s. Abb. 1). In einem definierten Volumen der Lugol-fixierten Probe werden die Taxa bestimmt und gezählt. Der Volumenbezug dient der Rückberechnung auf die im Gewässer herrschende Algendichte "Biovolumen/Liter". Anschließend wird ihr Verdrängungsvolumen, das sogenannte Biovolumen, unter Berücksichtigung ihrer unterschiedlichen Größen und Formen berechnet. Weitere Festlegungen, wie etwa zur mikroskopischen Bearbeitung und Auswertungsstrategie, wurden u. a. von Nixdorf et al. (2010) getroffen. Für die Mikroskopie werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert. Da die Zellkonzentration in Abhängigkeit von der Artenzusammensetzung und der Saison sehr stark schwanken kann, sind Orientierungswerte zur Auswahl des benötigten Absetzvolumens sowie die Chlorophyll a-Konzentration der Probe hilfreich. In der Verfahrensanleitung (Mischke et al. 2022) sind Beispiele mit Orientierungswerten genannt. Für die weitere Konservierung oder Weiterverarbeitung der Proben stehen je nach Fixierungsmethode im Gelände mehrere Varianten zur Verfügung. Die Wahl der passenden Methode richtet sich auch danach, wie lange die Probe bis zur endgültigen taxonomischen Bearbeitung gelagert werden muss. Variante "Filterprobe": Zeitnah zur Probenahme bzw. möglichst am selben Tag ist das in der Regel 1 Liter unfixierte Probenvolumen auf Cellulosenitrat-Membranfilter zu filtrieren. Nach anschließender Lufttrocknung (s. auch Nixdorf et al. 2010) können die Filter in Plexiglas-Petrischalen ohne Konservierungsmittel längere Zeit aufbewahrt werden. Anmerkung : Celluloseacetatfilter haben sich nicht bewährt, da diese beim späteren Aufschluss unter heißer Säure und H 2 O 2 verklumpen. Ebenfalls ungeeignet ist die Verwendung von Glasfaserfiltern. Diese hinterlassen beim späteren Aufschluss eine hohe Zahl von Glasfasern, die das mikroskopische Bild überlagern und damit eine zuverlässige Bearbeitung im Mikroskop unmöglich machen. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis deutlich über ein Jahr geeignet. Variante "Alkoholprobe": Das vorfixierte Probenmaterial muss im Labor 2-3 Tage in der Kautexflasche absedimentieren. Der Überstand wird anschließend vorsichtig mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der aufgeschüttelte Rückstand wird in dicht schließende Flaschen abgefüllt und mit 96%igem Ethanol/Isopropanol (unvergällt, d. h. kein Brennspiritus!) im Verhältnis 1:5 nachfixiert. Ein Gesamtvolumen von 100 ml Diatomeen-Suspension ist ausreichend. Zur taxonomischen Bestimmung muss ein Diatomeenpräparat mit Probenaufschluss mittels Wasserstoffperoxid angefertigt werden (siehe Variante 2 in Nixdorf et. al. 2010; S. 14-15). Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis rund 6 Monate geeignet. Kühlung (4-8°C) verlängert die mögliche Lagerzeit. Variante "Lugolprobe": Sind nur Lugol-fixierte Proben verfügbar, muss das jodhaltige Fixierungsmittel vor dem Aufschluss der Diatomeen folgendermaßen ausgewaschen werden: Die Proben werden mindestens 2 Tage zur Absedimentierung stehen gelassen. Der Überstand wird mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt und mit H 2 O dest. auf ca. 250 ml aufgefüllt. Dieser Auswaschvorgang wird noch zweimal wiederholt. Anschließend kann die Probe zur Analyse aufgeschlossen werden (Verfahren s. auch Nixdorf et. al. 2010). Diese Art der Konservierung ist mit Kühlung (4-8°C) für Lagerzeiten von 6 Monaten bis maximal ein Jahr geeignet. Lugol-fixierte Proben dürfen nicht in Plastikflaschen aufbewahrt werden, da das Jod des Fixiermittels von der Flaschenwandung aufgenommen wird und die Fixierung dann abgeschwächt ist. Zudem kann die Kontrolle der Färbung der Probe (Cognac-farben) wegen der Durchfärbung der PE-Flaschenwände nicht mehr stattfinden. Falls die Diatomeen-Bestimmungen nicht ohnehin obligatorisch erfolgen, entscheiden über deren Durchführung die in der Utermöhl-Zählung gefundenen Anzahlen von Taxa und Indikatortaxa des gesamten Jahrgangs. Dieses Prozedere mit fakultativer Diatomeen-Analyse nach Abschluss der Utermöhl-Taxonomie erfordert in der Praxis eine Haltbarkeit der Diatomeenproben, die deutlich über einem Jahr liegen kann.
Für die See-Bewertung mit Phytoplankton sind mindestens sechs Probenahmen pro Jahr in der Vegetationsperiode von März/April bis Oktober/November vorzusehen, wobei mindestens vier Untersuchungstermine im Zeitraum Mai bis September liegen sollen. Über dem tiefsten Punkt des Sees sollen von einem Boot aus mit einem Wasserschöpfer Planktonproben entnommen werden. Zum Auffinden der richtigen Stelle sind Tiefenkarten wichtig. Vor jeder Untersuchung sollte eine Überprüfung mit Echolotung oder Lotung und ggf. GPS erfolgen. Für Langzeituntersuchungen ist eine Bojen-Markierung zu empfehlen. Optimal ist die Verwendung eines Tiefen-Integralschöpfers, welcher beim Durchfahren der Wassersäule kontinuierlich und automatisch eine Mischprobe der gesamten Wassersäule entnimmt. Alternativ können Punktproben, je nach Tiefe des Sees in Schritten von 1 m (polymiktische Seen) oder maximal 2 Metern (tiefe Seen) zu einer Mischprobe vereinigt werden. Hierzu sind verschiedene Wasserschöpfer wie Röhren- oder Schlauch-Sampler (s. Abb. 1) geeignet. Abb. 1: Links: Tiefenintegrierender Probennehmer. Rechts: Friedinger-Schöpfer zur Entnahme von Tiefenstufenproben (Fotos: Eberhard Hoehn) Vor der Probenahme ist festzustellen, welchem Schichtungstyp das zu untersuchende Gewässer zugeordnet wird, da sich die Probenahme bei geschichteten (di- und monomiktischen) und weitgehend ungeschichteten (polymiktischen) Seen unterscheidet. Ein See gilt als geschichtet, wenn mit regelmäßigen Temperaturmessungen im Tiefenprofil und Jahresgang eine durchgehende Schichtungsperiode von mehr als drei Monaten festgestellt wurde. Vor Beginn der Probenahme wird die Sichttiefe mit einer weißen Scheibe (Secchi-Scheibe) gemessen, für die nach ISO 7027-2:2016 ein Durchmesser von 20 cm empfohlen wird (für sehr hohe Sichttiefen > 10 m können größere Scheiben verwendet werden). Sie wird an einem Maßband so lange in die Tiefe abgelassen bis sie gerade nicht mehr sichtbar ist und dann wieder angehoben bis man die Scheibe gerade wieder erkennt. Aus diesen beiden Werten wird ein Mittelwert gebildet. Die so ermittelte Tiefe ist die sogenannte Secchi-Sichttiefe. Zur Ausschaltung von störenden Reflektionen sowie bei bewegter Wasseroberfläche ist zur Verbesserung der Erkennbarkeit der Scheibe ein Secchiskop – eine Sichtröhre mit Glasboden ‑ zu verwenden. Der Tiefenbereich bis zur 2,5fachen Secchi-Sichttiefe ist der Bereich, in dem das Phytoplankton gut wachsen kann. Er wird als euphotische Zone, seine untere Grenze als euphotische Tiefe bezeichnet. Anschließend werden mit Messsonden in festen Tiefenschritten (0,5 oder 1 m) zumindest die Temperaturwerte ermittelt. Weitere relevante Sondenparameter sind Sauerstoffgehalt, elektrische Leitfähigkeit, pH-Wert, Redoxpotenzial und Chlorophyll-a-Konzentration. Es können Tiefenprofile erstellt werden, anhand derer eine Temperaturschichtung, Sauerstoff-Defizite oder Tiefenchlorophyll-Maxima (DCM = deep chlorophyll maximum) festgestellt werden können. Ungeschichtete oder polymiktische Seen sind über das ganze Jahr hinweg bis zum Grund durchmischt. Lediglich in stabilen Wetterlagen können kürzere Phasen der Temperaturschichtung auftreten. In polymiktischen Seen erfolgt die Probenentnahme stets aus der gesamten Wassersäule bis etwa 1 m über Grund, maximal bis in eine Tiefe von 6 m. Trifft man den See z. B. im Hochsommer in einer Phase mit Temperaturschichtung an, so wird die Probenahme dennoch unverändert durchgeführt. In geschichteten Seen ist die "richtige" Probenahmetiefe differenzierter zu ermitteln: Um in geschichteten Seen die Mächtigkeit der oberen durchmischten Schicht, des Epilimnions, festzustellen, wird das Temperatur-Tiefenprofil herangezogen. Wenn sich die Temperatur in der Tiefe schnell abkühlt und die Temperaturänderung 1°K pro Meter überschreitet, liegt eine sog. Sprungschicht vor. Die Zone bis zur Sprungschicht wird als Epilimnion bezeichnet, die Zone der starken Temperaturänderung als Metalimnion und die kühle, in der Temperatur wieder konstantere, darunter liegende Schicht als Hypolimnion. Während der Vollzirkulation mit Temperaturausgleich bis zum Grund ‑ meist im Zeitraum von Herbst bis Frühjahr ‑ soll die Probe aus der durchmischten Schicht bis zur mittleren Tiefe des Sees stammen, jedoch bis maximal 10 m Tiefe, in sehr tiefen Seen mit maximal 20 m Tiefe. Während der Phase der Temperaturschichtung sind folgende Fälle zu unterscheiden: In eher trüben Seen ist das Epilimnion zu beproben. Die euphotische Zone oder -Tiefe (2,5fache Secchitiefe) liegt innerhalb des Epilimnions. In klaren Seen, in denen die euphotische Zone über das Epilimnion hinausgeht und in die Sprungschicht oder sogar ins Hypolimnion hineinragt, muss die Wassersäule bis zur euphotischen Tiefe beprobt werden. Es gilt also: Die "tiefere" Kenngröße (Epilimniontiefe oder euphotische Tiefe) gibt die Probenahmetiefe für die Mischprobe an. Es ist darauf zu achten, dass die Probenahme nicht in ein sauerstoffreies, durch Schwefelwasserstoffbildung oder Nährstoffrücklösung geprägtes Hypolimnion hineinreicht und mindestens einen Meter darüber endet. Ausgeprägte Tiefenchlorophyll-Maxima sollen ebenfalls erfasst werden. Um diese festzustellen, muss allerdings eine Chlorophyll-Sonde (Fluoreszenzsonde) im Einsatz sein. Diese und weitere Details sowie Spezialfälle der Probenahme sind in der Methodenbeschreibung von Nixdorf et al. (2010) und der Europäischen Norm DIN EN 16698 differenziert beschrieben. Aus der so gewonnenen Mischprobe wird in der Regel sowohl die Phytoplanktonprobe als auch die chemische Probe für die Chlorophyll a-Bestimmung und ggf. weitere chemische Parameter (z. B. Gesamtphosphor) entnommen. Probenahme für die Anwendung des Diatomeenindex Profundal (DI-PROF): Die sich über das Jahr im Plankton entwickelnden Kieselalgen (Diatomeen) sinken aufgrund des Gewichts ihrer Schalen auf den Seeboden ab. Am Ende des Jahres befinden sich die Schalen in einer halbflüssigen, oben aufschwimmenden Sedimentschicht und die Probe (ca. 10 ml) wird mit einem Röhrensammler (Kajak-Corer) genommen. Die so ermittelten Kieselalgenbefunde können mit dem Index DI-PROF zur Trophiebewertung herangezogen werden, welcher in den PhytoSee-Index eingerechnet werden kann. An jedem Probenahmetermin sind aus der Mischprobe mindestens zwei Teilproben (1. und 2.) und zusätzlich fakultativ eine Diatomeenprobe (3.) herzustellen: 1. Chlorophyll a-Probe : 0,5-2 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flaschen, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Weiterbehandlung. 2. Phytoplanktonprobe : Lugol-fixiert für die Analyse nach Utermöhl-Methodik, Gefäß: 100 ml-Klarglas-Enghalsflasche, im Labor: bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr haltbar. 3. Diatomeenprobe (fakultativ) für die spätere Herstellung eines Diatomeenpräparats. Die Wahl der Fixierungsmethode sollte sich an den erforderlichen Lagerzeiten und –möglichkeiten orientieren, s. hierzu Abschnitt " Aufbereitung der planktischen Kieselalgen (Diatomeenpräparat)" Variante " Filterprobe "(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft-getrocknet werden. Variante " Alkoholprobe " (empfohlen, jedoch kürzere Lagerzeit): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren im Labor. Variante " Lugolprobe ": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) einer Wasserprobe wird meist spektralphotometrisch gemessen. Sie korreliert mit der Biomasse des enthaltenen Phytoplanktons, da alle Arten dieses Pigment zur Photosynthese nutzen. Die Wasserproben müssen noch am Probenahmetag mit einer Vakuumpumpe auf einen Glasfilter filtriert werden. Der Filterrückstand enthält die Algen und deren Pigmente. Die Bestimmung der Chlorophyll-a-Konzentration nach der Norm (DIN 38409-H60 2017) beruht auf der ethanolischen Heißextraktion des Filterrückstands einer Wasserprobe und der anschließenden Absorptionsmessung bei 665 nm. Hier werden Phaeopigmente – photosynthetisch nicht mehr wirksame Abbauprodukte des Chlorophylls ‑ miterfasst. Nach Überführung des gesamten Chlorophyll-a in Phaeopigmente durch Ansäuerung wird eine erneute Messung bei 665 nm durchgeführt. Somit kann rechnerisch auf die ursprüngliche Chlorophyll-a-Konzentration der Wasserprobe rückgeschlossen werden. Im Messwert des Chlorophyll-a nach DIN sind die Phaeopigmente nicht mehr enthalten. Ziel der mikroskopischen Analyse ist die Bestimmung des Biovolumens des Phytoplanktons. Die Analyse des Phytoplanktons erfolgt an einem Umkehrmikroskop. Dafür werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert (s. Abb. 5). Für die Mikroskopie werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert. Da die Zellkonzentration in Abhängigkeit von der Artenzusammensetzung und der Saison sehr stark schwanken kann, sind Orientierungswerte zur Auswahl des benötigten Absetzvolumens sowie die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) der Probe hilfreich. In der Verfahrensanleitung (Riedmüller et al. 2022) sind Beispiele mit Orientierungswerten genannt. Für die weitere Konservierung oder Weiterverarbeitung der Proben stehen je nach Fixierungsmethode im Gelände mehrere Varianten zur Verfügung. Die Wahl der passenden Methode richtet sich auch danach, wie lange die Probe bis zur endgültigen taxonomischen Bearbeitung gelagert werden muss. Weitere Details in Nixdorf et al. (2010). Variante "Filterprobe" : Zeitnah zur Probenahme bzw. möglichst am selben Tag ist das in der Regel 1 Liter unfixierte Probenvolumen auf Cellulosenitrat-Membranfilter zu filtrieren. Nach anschließender Lufttrocknung können die Filter in Plexiglas-Petrischalen ohne Konservierungsmittel längere Zeit aufbewahrt werden. Anmerkung : Celluloseacetatfilter haben sich nicht bewährt, da diese beim späteren Aufschluss unter heißer Säure und H 2 O 2 verklumpen. Ebenfalls ungeeignet ist die Verwendung von Glasfaserfiltern. Diese hinterlassen beim späteren Aufschluss eine hohe Zahl von Glasfasern, die das mikroskopische Bild der Algen überlagern und damit eine zuverlässige Bearbeitung unmöglich machen. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis deutlich über ein Jahr geeignet. Variante "Alkoholprobe" : Das vorfixierte Probenmaterial muss im Labor 2-3 Tage in der Kautexflasche absedimentieren. Der Überstand wird anschließend vorsichtig mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der aufgeschüttelte Rückstand wird in dicht schließende Flaschen abgefüllt und mit 96%igem Ethanol/Isopropanol (unvergällt, d. h. kein Brennspiritus!) im Verhältnis 1:5 nachfixiert. Ein Gesamtvolumen von 100 ml Diatomeen-Suspension ist ausreichend. Zur taxonomischen Bestimmung muss ein Diatomeenpräparat mit Probenaufschluss mittels Wasserstoffperoxid angefertigt werden. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis rund 6 Monate geeignet. Kühlung (4-8°C) verlängert die mögliche Lagerzeit. Variante "Lugolprobe" : Sind nur Lugol-fixierte Proben verfügbar, muss das jodhaltige Fixierungsmittel vor dem Aufschluss der Diatomeen folgendermaßen ausgewaschen werden: Die Proben werden mindestens 2 Tage zur Absedimentierung stehen gelassen. Der Überstand wird mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt und mit H 2 O dest. auf ca. 250 ml aufgefüllt. Dieser Auswaschvorgang wird noch zweimal wiederholt. Anschließend kann die Probe zur Analyse aufgeschlossen werden. Diese Art der Konservierung ist mit Kühlung von 4-8°C für Lagerzeiten bis 6 Monate bis ggf. maximal ein Jahr geeignet. Lugol-fixierte Proben dürfen nicht in Plastikflaschen aufbewahrt werden, da das Jod des Fixiermittels von der Flaschenwandung aufgenommen und die Fixierung dann abgeschwächt wird. Zudem kann die Kontrolle der Färbung der Probe (Cognac-farben) wegen der Durchfärbung der PE-Flaschenwände nicht mehr stattfinden.
Das Projekt "Sub project: Seasonal dynamic of yeast fungi in soils along land use gradients of beech forests" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Leibniz-Institut DSMZ - Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH durchgeführt. Alteration of natural ecosystems by human activity is one of the most serious concerns nowadays. This is also true for forest sites as they are repeatedly affected by environmental change and land management. Forestry and agriculture cause biodiversity losses in many functional groups. Previous studies showed that forest management induces pronounced shifts in soil yeast communities. It remained, however, uncertain whether these changes are found throughout the vegetative season. In this project, we studied seasonal changes in soil yeast communities in natural and managed beech forests in order to distinguish forest management effects from seasonal changes. We analysed soil samples collected in two regions, Hainich and Schwäbische Alb. Using advances of our previous studies, we have further optimized cultivation approach and tested several common additives to cultivation media. We found that application of Rose Bengal substantially changes yeast species composition recovered from soil samples. Unlike plates supplemented with lactate and kanamycin, plates containing Rose Bengal yielded dimorphic fungi of the genus Trichosporon only. Despite reports on antifungal activity of soil yeasts Trichosporon porosum, we found no negative effect of media acidification with lactate on yeast species compositions. Also, plates supplemented with lactate yielded as many different species as plates containing kanamycin. In contrast to our expectations, our project revealed minor contribution of plant-related yeasts to the soil community. Specifically, pigmented phylloplane-related species have been found in the end of the vegetative season only. These were abundant in areas exposed to forest litter making up to 30% of the total abundance but did not exceed 5% in probes protected from litter fall, i.e. samples collected underneath wood logs. This project revealed substantial changes in soil yeast community composition and structure throughout the vegetative season and supported previous observations regarding effects of forest management on yeast community parameters. Abundance of ascomycetous yeasts reflects well the forest management. In the same time, fermenting ascomycetes from genera Candida, Kazachstania, Schwanniomyces were present in high quantity in soil communities in spring and summer, and were replaced by fermenting basidiomycetes, Mrakia spp. in autumn. Thereby, our results display an interesting successional trend in soil microbial communities but also suggest that yeasts likely to provide an important community service. Another interesting seasonal trend is the increasing number and diversity of psychrophilic yeasts in the end of the vegetative season. Specifically, we have isolated yeasts, which were previously found in Antarctica and glaciers in Alps. This observation suggests that so-called cold-adopted yeasts are not restricted to extreme habitats but are present in forest soils during cold periods. Abridged text
Das Projekt "Wirkung von UV-B-Strahlung und Wasserstress auf Fichte (Picea abies L. Karst.)" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Fraunhofer-Gesellschaft zur Förderung der Angewandten Forschung, Fraunhofer-Institut für Atmosphärische Umweltforschung durchgeführt. Die Wirkung von UV-B-Strahlung (280-320 nm) auf Pflanzen ist vielschichtig und erst in Ansaetzen verstanden. Insbesondere bei Baeumen ist ueber die Wirkung von UV-B-Strahlung in Kombination mit anderen Umweltfaktoren wenig bekannt. Die Fichte Picea abies (L.) Karst ist eine wirtschaftlich wichtige Baumart Bayerns. Eine stete Zunahme der UV-B-Strahlungsintensitaet und ihre Auswirkung auf den Fichtenbestand ist deshalb nicht nur von oekologischer, sondern auch oekonomischer Bedeutung. Ziel des Projektantrags ist es, die interaktive Wirkung von UV-B-Strahlung und sommerlichem Trockenstress auf Jungfichten zu untersuchen. Unter Ausnutzung der natuerlichen Erhoehung der UV-B-Strahlung mit zunehmender Hoehe in der Troposphaere werden Klimakammerexperimente auf dem Wank in 1780 m ue.N.N. in speziell dafuer entwickelten Solardomen durchgefuehrt. Schwerpunkte der Arbeiten sind Untersuchungen ueber die Auswirkung der zunehmenden UV-B-Strahlung auf den photosynthetischen Gaswechsel, die Emission von fluechtigen organischen Verbindungen, die Bildung von isoprenoiden Verbindungen in den Nadeln sowie auf die pflanzlichen Schutzsysteme den antioxidativen Stoffwechsel und die UV-B Schirmpigmente der Fichten. Mit Hilfe dieser Untersuchungen sollen (i) Aussagen ueber das jahreszeitliche Verhalten der Fichten erarbeitet, (insbesondere in welcher Phase der Nadelentwicklung die Beeinflussung durch UV-B-Strahlung am hoechsten ist, (ii) der Einfluss von sommerlichem Trockenstress auf dieses Verhalten beschrieben, (iii) und moegliche Konsequenzen fuer das Wachstum der Fichten abgeschaetzt werden.
| Origin | Count |
|---|---|
| Bund | 353 |
| Land | 13 |
| Zivilgesellschaft | 1 |
| Type | Count |
|---|---|
| Ereignis | 1 |
| Förderprogramm | 315 |
| Messwerte | 11 |
| Text | 33 |
| Umweltprüfung | 2 |
| unbekannt | 11 |
| License | Count |
|---|---|
| closed | 23 |
| open | 334 |
| unknown | 6 |
| Language | Count |
|---|---|
| Deutsch | 359 |
| Englisch | 46 |
| Resource type | Count |
|---|---|
| Archiv | 2 |
| Datei | 2 |
| Dokument | 11 |
| Keine | 278 |
| Webseite | 75 |
| Topic | Count |
|---|---|
| Boden | 230 |
| Lebewesen & Lebensräume | 255 |
| Luft | 217 |
| Mensch & Umwelt | 363 |
| Wasser | 207 |
| Weitere | 345 |