Gemeinsame Pressemitteilung von Umweltbundesamt, Bundesanstalt für Gewässerkunde und Bayerischem Landesamt für Umwelt Neue UBA-Studie zeigt: Rattenmanagement muss nachhaltiger werden Zahlreiche Fische aus deutschen Flüssen sind mit Rattengift belastet. Welche Folgen das für die Gesundheit der Fische hat, wurde in einer aufwendigen Laborstudie im Auftrag des Umweltbundesamtes erstmalig untersucht. Das Ergebnis: Bereits bei Konzentrationen, die in der Leber wildlebender Fische gemessen wurden, zeigen sich schwerwiegende Symptome wie Blutgerinnungsstörungen, Blutungen und Blutarmut. Eine Untersuchung von Fischottern zeigt zudem, dass sich diese Gifte in der Umwelt anreichern. Wasserdichte Köderschutzstationen sind verfügbar und können verhindern, dass Giftköder in Gewässer gelangen. Stadtratten sind ein weltweites Phänomen. Wie viele es sind, weiß niemand. Mancherorts nehmen Meldungen über Rattensichtungen zu, während sie in anderen Städten zurückgehen oder konstant niedrig sind. Klar ist, die Größe der Rattenpopulation wird von der verfügbaren Nahrung bestimmt. In der Stadt ernähren sich Ratten vor allem von Speiseresten im Müll, Kompostabfällen oder Tierfutter. Eine wachsende Stadtbevölkerung, Klimaerwärmung und Urbanisierung sorgen zusätzlich für rattenfreundliche Städte. Um die Gesundheit der Stadtbevölkerung zu schützen und Schäden an der Infrastruktur zu vermeiden, setzen einige Kommunen auf Vorbeugung durch Aufklärung, Instandsetzung von Gebäuden und der Kanalisation sowie Maßnahmen wie rattensichere Müllbehälter. Viele Kommunen reagieren aber vor allem mit dem Einsatz von Rattengift, sogenannten Rodentiziden. Häufig eingesetzte Rodentizide sind fortpflanzungsschädigend, sehr schlecht abbaubar in der Umwelt und reichern sich in Lebewesen an. Nach geltendem EU-Recht können diese Schädlingsbekämpfungsmittel in Ausnahmefällen für begrenzte Dauer trotzdem erlaubt werden. In der Praxis werden mit Rattengift versetzte Fraßköder beispielsweise in der Kanalisation aber auch in der Nähe von Gewässern ausgebracht, wo die Tiere gehäuft anzutreffen sind. Bei Kontakt mit Wasser lösen sich die Giftköder auf und die darin enthaltenen Wirkstoffe gelangen in den Wasserkreislauf. Obwohl in den Ködern nur geringe Mengen dieser sehr giftigen Wirkstoffe enthalten sind, findet man sie weiträumig in einer Vielzahl von Wildtieren, etwa in Rotkehlchen, Spitzmäusen, Rotmilanen und Füchsen. Rückstände dieser Wirkstoffe wurden aber auch in wildlebenden Fischen beispielsweise aus der Donau, dem Rhein, der Mosel und der Elbe entdeckt. In einem Forschungsvorhaben der Bundesanstalt für Gewässerkunde (BfG) und des Bayerischen Landesamtes für Umwelt (LfU Bayern) im Auftrag des Umweltbundesamtes ( UBA ) wurden die Auswirkungen dieser Rattengift-Rückstände auf die Fischgesundheit unter kontrollierten Bedingungen im Labor untersucht. Wie bei Ratten und Mäusen führt das Rattengift auch bei Fischen zeitverzögert zu einer Hemmung der Blutgerinnung, Blutanämie, inneren und äußeren Blutungen und schließlich zum Tod. Dies zeigten experimentelle Langzeitversuche mit Regenbogenforellen, denen der Wirkstoff Brodifacoum verabreicht wurde. Der in vielen gängigen Rattengiften enthaltene Biozid-Wirkstoff reichert sich in der Leber an. In wildlebenden Fischen wurden Brodifacoum-Konzentrationen nachgewiesen, die im Laborversuch zu einer messbaren Blutgerinnungshemmung, Einblutungen und bei einzelnen Fischen sogar zum Tod führten. Die Forschenden untersuchten zudem Leberproben von Fischottern, die dem Straßenverkehr zum Opfer fielen. Auch darin wurden die zur Rattenbekämpfung eingesetzten Antikoagulanzien gefunden, teils in Konzentrationen, die deutlich höher waren, als die in untersuchten wildlebenden Fischen. Die in Deutschland streng geschützten Fischotter stehen am Ende der Nahrungskette in Gewässern und ernähren sich überwiegend von Fisch. Die nachgewiesenen Wirkstoffkonzentrationen zeigen, dass es tatsächlich zu einer Anreicherung entlang der Nahrungskette kommt. Eine Aufnahme der Wirkstoffe über ihre Nahrung liegt daher nahe. Auch in Leberproben von Kormoranen und Gänsesägern, zwei fischfressenden Wasservögeln, konnten die Forschenden Rodentizide nachweisen, was den Rückschluss untermauert, dass die gefundenen Wirkstoffe letztlich von einer Belastung der Gewässer herrühren. Derzeit findet EU-weit die Bewertung von Anträgen auf Verlängerung von Zulassungen für Rodentizide statt. Dabei erfolgt eine umfassende Neubewertung der bestehenden Zulassungen unter Berücksichtigung neuer wissenschaftlicher Erkenntnisse und neuer Leitfäden. Die für die Zulassung von Biozidprodukten zuständigen Behörden haben striktere Maßnahmen zum Gewässerschutz angekündigt. Wasserdichte Köderschutzstationen sind verfügbar und werden von vielen Kommunen bereits eingesetzt. Sie verhindern den Kontakt von Giftködern mit Wasser, auch bei Starkregen und einer Vollflutung der Kanalisation. Ab dem Jahr 2026 soll ihr Einsatz in der Kanalisation und in Uferbereichen verpflichtend sein. Angesichts der sehr bedenklichen Eigenschaften der Rodentizide, ihrer weiträumigen Verbreitung in der Umwelt und ihren Auswirkungen auf die Tierwelt muss das kommunale Rattenmanagement insgesamt nachhaltiger und ganzheitlicher werden. Die chemische Bekämpfung von Ratten, die sich schnell fortpflanzen können, stellt nach Auffassung der aktuellen Forschung ohnehin keine nachhaltige Maßnahme zur dauerhaften Reduktion einer Rattenpopulation in der Stadt dar. Langfristig effektiver ist es, den Tieren die Nahrungsquellen und Nistmöglichkeiten zu entziehen. Und gerade wenn es darum geht, einen Befall mit Ratten und Mäusen zu vermeiden, kann die breite Öffentlichkeit eine entscheidende Rolle spielen. Stadtbevölkerung und -verwaltung müssen gemeinsam sicherstellen, dass Lebensmittelreste in rattensicheren Mülleimern entsorgt und wilde Müllablagerungen beseitigt werden, Wildtierfütterungen möglichst unterbleiben, Zugänge zu Gebäuden für die Nagetiere verschlossen werden und Speisereste in der Biotonne entsorgt werden und nicht in der Toilette oder auf dem Komposthaufen landen. Durch ein koordiniertes Vorgehen der Stadtverwaltung und ein bewusstes Verhalten der Stadtbevölkerung im Umgang mit Müll können alle dazu beitragen, das Rattenvorkommen einzudämmen und den Einsatz von umweltschädlichem Rattengift auf das notwendige Minimum zu begrenzen. Die Forschungsergebnisse wurden in mehreren wissenschaftlichen Fachartikeln veröffentlicht und liegen nun in deutscher Sprache in zusammengefasster Form als Abschlussbericht vor.
Das Projekt "Schwerpunktprogramm (SPP) 1374: Biodiversitäts-Exploratorien; Exploratories for Long-Term and Large-Scale Biodiversity Research (Biodiversity Exploratories), Teilprojekt: Effekt von Landnutzungsintensität und Biodiversität auf trophische Interaktionen von Kleinsäugern (SMaTI)" wird/wurde gefördert durch: Deutsche Forschungsgemeinschaft. Es wird/wurde ausgeführt durch: Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Institut für Landschaftsökologie.Multitrophische Interaktionen sind die zugrundeliegenden Mechanismen vieler Ökosystemfunktionen in artenreichen Gemeinschaften. Anstatt zwischenartliche Wechselwirkungen direkt zu erfassen, wird in Studien zum Einfluss von Landnutzungsintensität auf Biodiversität und Ökosystemfunktionen die Abundanz und Vielfalt von Arten bestimmt oder Prozessraten ermittelt. Heute ermöglichen Fortschritte in der DNA-Sequenzierung die empirische Untersuchung einer Vielzahl von Interaktionen. Ziel des SMaTI-Projektes ist es daher, trophische Interaktionen und Ökosystemprozessraten von Kleinsäugern (Eulipotyphla, Rodentia) und ihre Reaktion auf Landnutzungsintensität und Biodiversität im Wald und Grasland empirisch zu erfassen. Kleinsäuger spielen eine entscheidende Rolle für zahlreiche Ökosystemprozesse in natürlichen und bewirtschafteten Ökosystemen, wie beispielweise Samenprädation und Herbivorie. Trotz des großen Einflusses von Kleinsäugern auf Pflanzen- (durch herbivore Rodentia) und Invertebratengemeinschaften (durch carnivore Eulipotyphla), ist weitgehend unbekannt wie die Intensität der Landnutzung die Ernährung von Kleinsäugern beeinflusst. Im Rahmen des SMaTI Projekts sollen Änderungen trophischer Interaktionen entlang des Landnutzungsgradienten durch Metabarcodierung pflanzlicher und tierischer DNA im Mageninhalt von Mäusen, Wühlmäusen und Spitzmäusen analysiert werden. Diese detaillierte Momentaufnahme der Ernährung wird durch Informationen zur langfristigen Ressourcennutzung ergänzt. Dazu werden stabile Isotope im Muskelgewebe der Kleinsäuger untersucht. Der Einfluss von Kleinsäugern auf Samen- und Insektenprädation wird mittels einer Kombination aus Cafeteria-Experiment und Kamerabeobachtung erfasst. Diese Methode ermöglicht es Prädatoren zu identifizieren und den Pro-Kopf-Verbrauch von exponiertem Saatgut und tierischer Beute durch verschiedene Konsumentengruppen zu ermitteln. Die vorgeschlagene Studie ist die erste, die darauf abzielt, Veränderungen in der Ernährung von Kleinsäugern entlang eines systematisch gewählten Landnutzungsgradienten zu erfassen. Dabei werden detaillierte Daten zu trophischen Interaktionen wichtige Einblicke in Mechanismen gewähren, die der Dynamik der Artenzusammensetzung und den ökologischen Prozessen in komplexen Ökosystemen zugrunde liegen.
Der Steinmarder ( Martes foina ) gehört zur Gruppe der „Marderartigen“. Er ist etwa so lang wie eine Katze, aber schlanker, flacher und leichtfüßiger. Mit Schwanz (Rute) misst er etwa 65 bis 70 cm und wiegt ca. 1,5 kg. Auffälligstes Merkmal ist sein weißer Kehlfleck, der bis auf die Vorderläufe hinab gegabelt ist. Das Fell des Steinmarders schimmert kakaofarben, die Rute ist lang und struppig. Der Steinmarder ist vor allem in Süd- und Mitteleuropa, auf den meisten Mittelmeerinseln und in Teilen Südasiens verbreitet. Bevorzugte Lebensräume sind neben Wald und Feld vor allem Dörfer und Städte. Da in besiedelten Gebieten Unterschlupfe wie Ställe, alte Gemäuer, Holzstöße und Steinhaufen kaum noch zu finden sind, sucht er bevorzugt auch Wohnhäuser auf. Bis zum zweiten Weltkrieg war der Steinmarder auf Grund des hohen Fellpreises fast ausgerottet. In den Nachtstunden, wenn er auf Nahrungssuche geht, wird der Steinmarder aktiv. Die nächtlichen Erkundungszüge sind sehr ausgedehnt. Der Steinmarder legt dabei im Durchschnitt mehr als 8 km zurück. Nur während der Paarungszeit (Ranz) und in der Zeit der Jungenaufzucht kann er auch am Tag außerhalb seines Unterschlupfes angetroffen werden. Bei seinen Streifgängen meidet er freies Gelände. Bei der Nahrungswahl ist der Steinmarder nicht wählerisch und anpassungsfähig. Neben Kleinsäugern, wie Wühlmausarten, Wald- und Gelbhalsmaus, Wanderratten, Hausmäusen und gelegentlich auch Spitzmäusen liebt er Früchte, wie Äpfel, Birnen, Pflaumen, Kirschen und Beeren. Allerdings sind auch Vögel und deren Gelege nicht vor ihm sicher. Verschiedene Singvogelarten wie Drossel, Amsel und Haussperling aber auch Tauben und vereinzelt Haushühner konnten als Nahrung nachgewiesen werden. Weitere Nahrungsbestandteile sind Regenwürmer, Insekten, Aas und menschliche Hausabfälle. Die Paarungszeit des Steinmarders fällt in den Zeitraum von Ende Juni bis Mitte August. Erst im März, seltener im April, werden zwei bis vier sehr unterentwickelte Junge geboren. Steinmarderwelpen sind Nesthocker, die nach ca. 5 Wochen die Augen öffnen und bis zu 8 Wochen gesäugt werden müssen. Das Nest verlassen sie frühestens nach 8 Wochen, um unter Anleitung der Mutter, die Umgebung zu erkunden und zu spielen. Erst im Spätsommer werden die Jungen selbstständig und teilen dann oft noch bis zum folgenden Frühjahr das Streifgebiet der Mutter. Ist zu vermuten, dass sich ein Steinmarder als Untermieter in ein Haus eingeschlichen hat, sollte zunächst einmal feststellt werden, ob es sich wirklich um einen Marder oder um andere Tiere, wie Mäuse, Waschbären oder Katzen handelt. Dabei können die verschiedenen Spuren verglichen werden. Der Marder hinterlässt wurstartigen Kot (Losung), der etwa 8–10 cm lang, und 1–2 cm dick ist und in einer gedrehten Spitze endet. Oft ist er mit Beuteresten versetzt und besteht aus dicht zusammengedrehten Haaren, Federn oder Obstkernen. Findige Fährtenleser können bisweilen in trockenem Sand oder Staub auch Pfotenabdrücke des Steinmarders finden. Diese haben in etwa die Größe von Katzenpfoten, unterscheiden sich jedoch sehr deutlich darin, dass im Pfotenabdruck des Steinmarders 5 Zehen und Nägel zu erkennen sind. Etwas ausgestreutes Mehl auf dem Dachboden erleichtert dabei die Spurenerkennung. Gab es früher vor allem das Problem mit Einbrüchen des Marders in Hühnerställe, sind heute nächtlich polternde „Dachmarder“ oder kabelbeißende „Automarder“ ein Ärgernis. Der Steinmarder richtet sich gerne direkt über unseren Köpfen auf den Dachböden von Wohnhäusern ein. Meistens bleibt die Anwesenheit des Steinmarders unbemerkt, es sei denn, er macht mit Geräuschen auf sich aufmerksam. Besonders während der Aufzucht des Nachwuchses und später zur Paarungszeit, im Zeitraum von April bis September, können Lärmstörungen durch die nachtaktiven Tiere auftreten. Auch kann der von Kot, Urin oder Beuteresten ausgehende Geruch stören. Richtet der Steinmarder keine Schäden an, kann man sich mit ihm arrangieren. Dabei muss man allerdings die Verhaltensweisen des Marders beachten: Steinmarder sind wie Katzen sehr reinliche Tiere, die neben einem Schlafplatz auch eine separate Speisekammer und Toilette einrichten. Da sie immer wieder die gleiche Stelle als Toilette benutzen, empfiehlt es sich, an den Kotplätzen eine wasserdichte Auflage auszubreiten, die verhindert, dass Urin in den Boden eindringt. Das Auslegen von Zeitungspapier hilft, den Kot rasch zu beseitigen. Hierbei ist zu beachten, dass auf der neuen Zeitungsunterlage etwas Kot zurückgelassen wird, damit der Steinmarder seine Toilette wiederfindet. Auch herumliegende Beutereste können hin und wieder entfernt werden. Probleme können auch auftreten, wenn sich Steinmarder an der Dachisolierung zu schaffen machen. Schäden an Isolationsmaterialien lassen sich durch reißfeste Auflagen oder Abdeckungen vermeiden. Antennenkabel sollten vorsichtshalber an der Wand entlang verlegt oder mit festem Material ummantelt werden, damit der Steinmarder nicht hineinbeißen kann. Um den Steinmarder aus dem Haus zu bekommen, gibt es prinzipiell zwei Möglichkeiten: Aussperren oder Vergrämen. Der Wegfang des Tieres nützt in der Regel nichts, da das Revier von einem anderen Marder besetzt wird. Auch die Jagd wirkt sich nicht wirklich regulierend auf die Steinmarderpopulation aus. Zuverlässig und dauerhaft lässt sich der Steinmarder vom Dachboden nur fernhalten wenn es gelingt ihn auszusperren. Hierzu müssen alle Einstiegsmöglichkeiten gefunden und z. B. mit einem stabilen Brett, Maschendraht oder ähnlichem verschlossen werden. Als Einschlupfmöglichkeiten dienen Mauerlöcher, Belüftungsschlitze, defekte Dachfenster, lockere Dachziegel oder ähnliches. Um herauszufinden, wie der Marder ins Gebäude kommt, sollten um das Haus und um die in der Nähe stehenden Bäume geharkte Sandflächen angelegt werden. Die nun sichtbaren Spuren zeigen den Weg des Tieres. Klettert das Tier an der Wand hoch, um aufs Dach zu gelangen, kann der Aufstieg mit Verblendungen aus glattem Material verhindert werden. Springt der Steinmarder vom Nachbarhaus oder von einem Baum aus aufs Dach, bleibt nur das Verschließen der Löcher. Mögliche Eingänge sind bereits handgroße Öffnungen oder Dachziegel, die der Marder hochdrücken kann. Um den Marder auf dem Dachboden nicht einzuschließen, darf der Zugang nur nachts, wenn der Marder auf der Jagd ist, versperrt werden. Etwas Lärm vorher sollte dem Tier Gelegenheit zur Flucht geben, denn sperrt man den Marder ein statt aus, kann bei seinen Befreiungsversuchen allerlei zu Bruch gehen. Im Frühjahr, von März bis Juni, dürfen Aussperrungen grundsätzlich nicht erfolgen. In dieser Zeit besteht die Gefahr, dass man eine Mutter von ihren Jungen trennt. Ein qualvoller Hungertod der Jungtiere und unangenehmer Verwesungsgeruch wären die Folge. Beim Vergrämen von Steinmardern wird der Aufenthalt für das Tier so unangenehm wie möglich gestaltet. Da Steinmarder keinen Lärm mögen, kann lautes Herumpoltern oder ein laufendes Radio in den Morgenstunden bewirken, dass er lieber ein ruhigeres Tagesversteck aufsucht. Außerdem fühlt sich der Marder durch Umräumaktionen auf dem Dachboden gestört. Der Erfolg der Vergrämung hängt dabei in erster Linie vom Überraschungseffekt ab. Steinmarder nutzen auf deckungsarmen Straßen Motorräume von Kraftfahrzeugen als Unterschlupf. Die PKW dienen als Rastplatz, als Versteck für Nahrung oder als Spielplatz für Jungtiere. Das bleibt oft unbemerkt, da die meisten Marderbesuche glimpflich verlaufen und keine Schäden zur Folge haben. Das Zerbeißen von Kühlschläuchen, Kabeln und ähnlichem lässt sich auf drei für den Marder typische Verhaltensweisen zurückführen: auf das „Erkundungsverhalten“, das „Spielverhalten“ und das so genannte „aggressive Beißen“. Wie wir Menschen interessieren sich Marder für alles Unbekannte und erkunden interessant erscheinende Gegenstände durch Beschnuppern und Zerbeißen. Auch durch das „Spielverhalten“, das besonders bei Jungtieren sehr ausgeprägt ist, wird der eine oder andere Schaden verursacht. Die Hauptursache für gravierende Schäden im Motorraum stellt jedoch das „aggressive Beißen“ dar, was als Folge der Verteidigung seines Reviers gewertet werden kann. Durch den Geruch eines vermeintlichen Rivalen provoziert, lenkt der Marder sein aggressives Verhalten auf Zündkabel und Kühlschläuche um. Deswegen treten diese Probleme oft dann auf, wenn Fahrzeuge an Reviergrenzen geparkt werden oder bei Parkplatzwechseln zwischen verschiedenen Marderrevieren. Die meisten Marderschäden treten im Frühjahr vor der Paarungszeit auf, weil zu dieser Zeit die Revierkämpfe zwischen den Männchen ausgetragen werden und die Tiere sehr aggressiv auf die Duftspur eines Rivalen reagieren. Als wirksamstes Abwehrmittel von Marderschäden gelten Sicherungssysteme nach dem Weidezaunprinzip. Elektroden können im Motorraum verteilt werden, wobei zu beachten ist, dass der Marder diese bei seinem Besuch auch berührt. Er bekommt dann einen leichten Schlag und flüchtet. Im Handel erhältlich sind auch Geräte, die für den Menschen nicht hörbare Ultraschalltöne erzeugen, um Marder dauerhaft fernzuhalten. Diese Geräte sind jedoch nur bedingt zu empfehlen, da sie sich auch auf Haustiere, wie Hunde und Katzen negativ auswirken. Mechanische Schutzvorrichtungen sind preisgünstiger aber aufwendiger im Einbau. Gefährdete Kabel können dadurch geschützt werden, dass man im Autozubehörhandel erhältliche Wellrohr-Schutzschläuche aus hartem Kunststoff über sie streift. Um den Steinmarder am Eindringen in den Motorraum zu hindern kann man auch ein ca. 1 m² großes Stück Maschendraht auf den Boden unter den Motorraum legen. Dabei besteht allerdings die Gefahr, dass der nächtliche Besucher sich daran gewöhnt und trotz Maschendraht in den Motorraum eindringt. Als weitere Abwehrmethoden gelten Antimardersprays, Mottenkugeln, Hunde- und Menschenhaare oder Urin. Der Steinmarder kann auch Hühner erbeuten. Normalerweise bevorzugt er deutlich kleinere Tiere. Die Eier der Hühner stellen jedoch eine beliebte Beute dar, die sich auch hervorragend zur Vorratshaltung eignet. In Verstecken werden sie oft für „schlechte Zeiten“ aufbewahrt. Geraten Hühner in Panik, löst das aufgeregte Geflatter den Beutetrieb beim Marder aus, so dass dieser so lange reflexartig zubeißt, bis alle Hühner tot sind. Sind die Hühner an den Marder gewöhnt und bleiben ruhig auf ihrer Stange sitzen, passiert ihnen nichts. Vorsichtshalber sollten Hühnerbesitzer darauf achten, dass ihre Hühnerställe marderdicht sind und abends verschlossen werden, denn ein gut gesicherter Hühnerstall bietet den besten Marderschutz. Immer wieder werden Jungtiere in ihren Verstecken entdeckt. Häufig nehmen Unwissende solche anscheinend mutterlosen Findelkinder an sich. Für die betroffenen Jungtiere ist das kein guter Start ins Leben, da sie in der menschlichen Obhut keine natürliche Entwicklung durchlaufen können. Es fehlt ihnen das Vorbild der Mutter. Junge Steinmarder sollen unbedingt an Ort und Stelle bleiben, auch wenn Sie bereits angefasst oder sogar hochgenommen wurden. Das Muttertier hat dann die Möglichkeit, sie abzuholen und umzusiedeln. Am nächsten Morgen sind die Tiere im Allgemeinen verschwunden. Aus ökologischen Erwägungen und aus Sicht des Naturschutzes ist die Aufzucht junger Steinmarder nicht sinnvoll. Die Steinmarder-Dichte in Deutschland ist hoch, alle geeigneten Reviere dürften bereits besetzt sein. Jungtiere haben es da grundsätzlich schwer, Fuß zu fassen. Eine misslungene Aufzucht muss unbedingt vermieden werden. In der Stadt verursacht neben der natürlichen Jungensterblichkeit der Straßenverkehr die meisten Steinmarderverluste. Jungmarder werden auch von Füchsen gefangen. Außerdem verenden in urbanen Bereichen viele Marder durch gezielte Vergiftungsaktionen oder durch die Aufnahme vergifteter Mäuse und Ratten. Bei ernsthaften Problemen, wenn nur noch der Fallenfang in Frage kommt, ist ein Antrag an die Jagdbehörde zu stellen, die für die Ausnahmegenehmigungen zuständig ist. Steinmarder haben Schonzeiten und ihnen darf nur von Jagdscheininhabern nachgestellt werden. Bei eventuellen Schäden durch Wildtiere außerhalb der Jagdbezirke besteht kein Anspruch auf Ersatz. Die Sicherung von Grundstücken oder Gebäuden liegt in der Verantwortung der Eigentümer selbst. Das Füttern der Wildtiere ist generell verboten; nach dem Landesjagdgesetz können dafür bis zu 5.000 Euro Geldbuße erhoben werden (§§ 34 / 50 LJagdGBln). Stiftung Unternehmen Wald Deutschland: Baum- und Steinmarder
Das Projekt "Effektivität und Weiterentwicklung von Risikominderungsmaßnahmen für die Anwendung von als Biozid ausgebrachten antikoagulanten Rodentiziden mit hohem Umweltrisiko" wird/wurde gefördert durch: Bundesministerium für Umwelt, Naturschutz, Bau und Reaktorsicherheit (BMUB), Umweltbundesamt (UBA). Es wird/wurde ausgeführt durch: Julius Kühn-Institut Bundesforschungsinstitut für Kulturpflanzen (JKI) - Institut für Pflanzenschutz in Gartenbau und Forst.Im UFOPLAN-Projekt 'Rückstande von als Rodentizid ausgebrachten Antikoagulanzien in wildlebenden Biota', welches 2013 zum Abschluss kommen wird, konnte festgestellt werden dass auch durch sachgemäße Ausbringung von Rodentizidködern Umweltrisiken bestehen bleiben. So wurde festgestellt, dass ein Expositionspfad von antikoagulanten Rodentiziden der Fraß von Rodentizidködern durch kleine Nicht-Ziel-Säugetiere (Waldmäuse, Spitzmäuse) ist. Vor dem Hintergrund der neu gewonnenen Erkenntnisse soll im Folgeprojekt experimentell überprüft werden, ob die bei der Biozidzulassung vorgeschriebene gute fachliche Praxis das Umweltrisiko tatsächlich minimieren kann, welche weiteren Risikominderungsmaßnahmen durchführbar und effektiv wären (z.B. Verwendung bestimmter Köderformen, jahreszeitliche Ausbringung) und inwieweit die Vergiftung von Nicht-Zielorganismen einen Einfluss auf deren Populationsentwicklung hat. Des Weiteren sollen umfangreiche Proben von Wildtieren aus verschiedenen Regionen systematisch auf ihre Belastung mit antikoagulanten Rodentiziden untersucht werden, insbesondere aus Regionen mit landwirtschaftlicher Tierproduktion. Hierzu gehören Untersuchungen an geschossenen Füchsen und anderem jagdbaren Wild. Zusätzlich sollen nichtinvasive Methoden zur Probename wie das Sammeln von Gewöllen und Kot (Greifvögel, Füchse) eingesetzt werden. Die Ergebnisse des Projektes werden dafür verwendet, die Zulassungsauflagen für antikoagulante Rodentizide zu prüfen und ggfs durch weitere Maßnahmen zu ergänzen
Nagetiere sind wichtige Reservoire für die Übertragung von Krankheitserregern auf Mensch, Haus- und Nutztiere. Zu solchen Infektionskrankheiten gehören Hantaviruserkrankungen, Leptospirose und Tularämie. Das Klima bzw. zu erwartende Effekte vom Klimawandel könnten durch Wetterextreme aber auch indirekt über Landnutzung und Biodiversität Veränderungen der Nagetier-Populationsdynamik und der Veränderung der Durchseuchung von Populationen mit Pathogenen hervorrufen. Das komplexe Zusammenspiel dieser Faktoren kann das Risiko für Humaninfektionen mit Nagetier-übertragenen Pathogenen erheblich beeinflussen. Im Projekt sollte deshalb der kombinierte Effekt von klimatischen Änderungen auf die Populationsentwicklung gesundheitlich relevanter Kleinsäuger (Nager und Spitzmäuse als Reservoire für Zoonoseerreger - d.h. von Tieren auf den Menschen übertragene Erreger) untersucht werden. Dies geschah anhand von Zeitserienanalysen von Erhebungen verschiedener Nagetiere. Diese Zeitserien waren in ihrem räumlichen und zeitlichen Umfang einzigartig und bisher noch nicht zusammenhängend wissenschaftlich untersucht worden. In einem zweiten Projektschwerpunkt sollte empirisch ermittelt werden, inwieweit ein Zusammenhang zwischen Kleinsäuger-Biodiversität und Prävalenz, Erregerlast und der Vielfalt von Nagetier-übertragenen Pathogenen besteht. Der Zusammenhang von Biodiversität mit dem Vorkommen von Pathogenen bei wildlebenden Nagetieren erfolgt mit Probenmaterial aus Freilandarbeiten im Bereich des Hainich-Dün im Westen Thüringens. Die Projektergebnisse zeigten einen starken Effekt sowohl individueller Faktoren als auch Faktoren auf Ebene der Populationen auf die Pathogendynamik. Diese Effekte unterschieden sich je nach betrachtetem Pathogen, wobei spezifische Eigenschaften der Pathogene (u.a. Artspezifität und Umweltstabilität) diese Effekte maßgeblich beeinflussten. Klimatische Effekte könnten sich auf verschiedenen zeitlichen Skalen auswirken. Die Ergebnisse zeigten, dass kurzfristige klimatische Extreme, die Persistenz unterschiedlicher Pathogene innerhalb der Wirtspopulation beeinflussten. Langfristige, großflächige Klimaszenarien schienen hingegen bei der räumlichen Synchronisation unterschiedlicher krankheitsübertragender Nagerarten eine wichtige Rolle zu spielen. Die Projektergebnisse können im Sinne eines OneHealth-Ansatzes dazu dienen, die Voraussetzungen für Anpassungsmöglichkeiten bezüglich Klimawandel und Humangesundheit zu schaffen. Quelle: Forschungsbericht
Antikoagulante Rodentizide (AR) sind häufig eingesetzte Wirkstoffe zur Schadnagerbekämpfung im Biozidbereich, die aber auch Nichtzielarten gefährden können. Im Projekt konnten Rückstände von AR in Kleinsäugern, die nicht Ziel der Anwendung sind (z.B. Spitzmäuse, Waldmäuse) und Prädatoren, die Kleinsäuger erbeuten, nachgewiesen werden. 61% der Leberproben von Füchsen und 32% von Eulen- und Greifvogelproben wiesen AR-Rückstände auf. Mit steigender Entfernung zum Anwendungsort sank der Anteil belasteter Kleinsäuger. Schleiereulen, die häufig auf landwirtschaftlichen Betrieben vorkommen, scheinen ARs auch über Nichtziel-Kleinsäuger (z.B. Apodemus-Arten) aufzunehmen. Die Untersuchungen belegen die verbreitete Umweltbelastung durch die weitläufige Anwendung von AR zur Nagetierbekämpfung. Veröffentlicht in Texte | 04/2018.
Antikoagulante Rodentizide (AR) sind häufig eingesetzte Wirkstoffe zur Schadnagerbekämpfung im Biozidbereich, die aber auch Nichtzielarten gefährden können. Im Projekt konnten Rückstände von AR in Kleinsäugern, die nicht Ziel der Anwendung sind (z.B. Spitzmäuse, Waldmäuse) und Prädatoren, die Kleinsäuger erbeuten, nachgewiesen werden. 61% der Leberproben von Füchsen und 32% von Eulen- und Greifvogelproben wiesen AR-Rückstände auf. Mit steigender Entfernung zum Anwendungsort sank der Anteil belasteter Kleinsäuger. Schleiereulen, die häufig auf landwirtschaftlichen Betrieben vorkommen, scheinen ARs auch über Nichtziel-Kleinsäuger (z.B. Apodemus-Arten) aufzunehmen. Die Untersuchungen belegen die verbreitete Umweltbelastung durch die weitläufige Anwendung von AR zur Nagetierbekämpfung.
Regenwürmer (Lumbricidae) Checkliste Elisabeth Neubert Einführung Die Familie der Regenwürmer (Lumbricidae) gehört zur Ordnung der Wenigborster (Oligochaeta) und in- nerhalb des Stammes der Ringelwürmer (Annelida) zur Klasse der Gürtelwürmer (Clitellata). In Europa leben etwa 400 und weltweit etwa 3.000 Regenwurmarten. Für Deutschland sind derzeit ca. 46 Arten bekannt, in Sachsen-Anhalt wurden aus elf Gattungen 21 Arten nachgewiesen. Regenwürmer werden in der gemäßigten Zone hin-sichtlich ihrer Leistungen für Dekomposition und Bodenstruktur als wichtigste Tiergruppe betrachtet. Sie sind an ihre Umwelt morphologisch und physiolo- gisch hoch angepasst, wichtige Glieder des Nährstoff- kreislaufes im Boden und Indikatororganismen für die gesamte Bodenfauna. Das ökologische Verhalten der Regenwürmer ist sehr vielfältig. Es lässt sich in drei Le- bensformtypen gliedern (Tab. 16.1). Regenwürmer erfüllen wichtige Funktionen im Le- bensraum. Sie zerkleinern die tote organische Substanz und beschleunigen somit den Abbau und den Umsatz von Stoffen im Ökosystem. Durch die Einarbeitung der organischen Substanz wird die Bodenfruchtbarkeit erhöht, gleichzeitig wird das Bodengefüge aufgelockert (Wohnröhren), was die Durchwurzelbarkeit fördert. Auch die Wasserinfiltrationsrate wird durch das Röh- rensystem gesteigert, wodurch Bodenerosion vermin- dert wird. Die Bildung von organomineralischen Ver- bindungen im Darmtrakt der Regenwürmer erhöht die Stabilität von Böden. Nicht zuletzt sind Regenwürmer eine Nahrungsressource. Tab. 16.1: Lebensformtypen von Regenwürmern (nach Bouché 1977). epigäisch Streubewohner klein bis mittel ganzer Körper stark pigmentiert Streuauflage und unter Rinde anecisch Tiefengräber Größe groß Habitus vorn pigmentiert Lebensraum Oberfläche bis mehr als 1m Tiefe Grabtätigkeit Gänge oberflächlich oder fehlend vertikale, permanente Gänge Nahrung Streu auf Bodenoberfläche Streu (wird in Gänge gezo- gen) Übliche Zuord- Lumbricus rubellus Lumbricus terrestris nung von Arten Lumbricus castaneus Aporrectodea longa Dendrobaena spp. Lumbricus terrestris ist als Tauwurm bekannt, ein anecischer Tiefengräber. Amsdorf, 2012, Foto: E. Neubert. 558 endogäisch Horizontale Gräber mittel ohne Pigmentierung Mineralboden (in 10–15 cm Tiefe), besonders in Wurzelnähe horizontale, nicht dauerhafte Gänge Mineralboden, bevorzugt Material mit reicher organischer Substanz Aporrectodea rosea Aporrectodea caliginosa Allolobophora chlorotica Octolasion spp. Für Regenwürmer ist das Nahrungsangebot auf allen Standorten limitierender Faktor neben der engen Wech- selbeziehung mit den im Lebensraum herrschenden Umweltverhältnissen, insbesondere dem Humus- und Feuchtigkeitsgehalt, der Art, Struktur und Temperatur des Bodens sowie der Bodenreaktion (pH-Wert). Auf- grund der Temperatur- und Feuchtigkeitsverhältnisse konzentrieren sich die Aktivitätsphasen der Regenwür- mer auf die Frühlings- und Herbstmonate. Ungüns- tigen Witterungsbedingungen weichen sie zunächst dadurch aus, dass sie sich in tiefere Bodenschichten zurückziehen. Wenn die Bedingungen (Trockenheit, Kälte) zu extrem werden, fallen Regenwürmer in einen Starrezustand (Diapause), bei dem die Lebensfunktio- nen stark reduziert werden. Frank, D. & Schnitter, P. (Hrsg.): Pflanzen und Tiere in Sachsen-Anhalt Zu den natürlichen Feinden der Regenwürmer gehö- ren Maulwürfe, Spitzmäuse, Vögel, Amphibien, Reptili- en und verschiedene Insekten. Da die Regenwürmer eine lange Lebensdauer (ab- hängig von ihrer Lebensweise ein bis ca. acht Jahre) haben, können sie vorhandene Umweltbelastungen über mehrere Jahre akkumulieren und gelten somit als gute Bioindikatoren (Tischer 2009, 2010). In Sachsen-Anhalt wurde seit 1994 ein Boden-Dau- erbeobachtungssystem mit 70 Untersuchungsflächen (BDF; Größe ca. 50 m × 50 m) aufgebaut. Diese BDF repräsentieren für das Bundesland typische Kombinatio- nen von bodenkundlich-geologischen Standortverhält- nissen, typischen klimatischen Verhältnissen, Bodennut- zungen und Bodenbelastungen. Sie werden physikalisch, chemisch und biologisch unter ihrer jeweils aktuellen Nutzung untersucht. Die bodenzoologischen Untersuchungen haben das Ziel, anhand der Regenwürmer Aussagen über die Ent- wicklung bodengebundener Zoozönosen (Abundanz, Artenspektrum, Dominanzstruktur) zu gewinnen und Rückschlüsse auf veränderte Umwelt- und Bewirtschaf- tungseinflüsse (Immissionen, Pflanzenschutzmittel, Bo- denbearbeitung) auf Böden zu ziehen. Bearbeitungsstand, Datengrundlagen Die Bestimmung der Regenwürmer bis auf das Artni- veau erfolgt mit Hilfe der einschlägigen Bestimmungsli- teratur (Graff 1953, Zicsi 1965, Csuzdi & Zicsi 2003, Sims & Gerard 1999). Die Nomenklatur richtet sich vorrangig nach der Checkliste der Regenwürmer Un- garns (Csuzdi & Zicsi 2003) wobei auch Sims & Gerard (1999) herangezogen wurde. Von Tischer (1994–2005) und Neubert (2004–2013) wurden im Rahmen dieser Arbeiten 21 Regenwurmarten für Sachsen-Anhalt nach- gewiesen. Am häufigsten kommen die Arten Aporrectodea ca- liginosa, A. rosea, Allolobophora chlorotica und Lumbri- cus terrestris vor. Es sind die Arten mit der größten An- passungsfähigkeit an die Standortbedingungen, wobei das häufige Vorkommen von A. chlorotica auf die kur- ze Entwicklungsdauer und Vermehrungsquote und das damit teilweise massenhafte Auftreten dieser Art zurückzuführen ist. Die meisten Regenwurmarten be- vorzugen neutrale bis schwach alkalische Böden. Auf sauren Waldstandorten finden sich die als acidotolerant geltenden Arten Dendrobaena octaedra und Lumbricus rubellus. Octolasion tyrtaeum ein endogäisch lebender Regenwurm, der in nahezu allen Bodenarten vorkommt. Ziegelroda, 2011, Foto: E. Neubert. 559 Allolobophora chlorotica ist häufig in Ackerböden mit guter Was- serversorgung anzutreffen. Brücken, 2008, Foto: E. Neubert. Für Aussagen zur Bestandsentwicklung ist der bis- herige Untersuchungszeitraum zu kurz. Eine Rote Liste für die Regenwürmer Deutschlands wurde im Auftrag des Bundesamtes für Naturschutz erarbeitet. Keine der Regenwurmarten ist besonders gesetzlich geschützt. Literatur Bouché, M. B. (1977): Strategies lombriciennes. – In: Lohm, U. & Persson, T. (Eds.): Soil organisms as com- ponents of ecosystems. – Ecol. bull. (Stockholm) 25: 122–132. Csuzdi, C. & Zicsi, A. (2003): Earthworms of Hungary (Annelida: Oligochaeta, Lumbricidae). – Pedozoo- logica Hungarica 1, Hungarian Natural History Mu- seum & Systematic Zoology Research Group of the Hungarian Academy of Science, Budapest, 271 S. Graff, O. (1953): Die Regenwürmer Deutschlands. Ein Bilderatlas für Bauern, Gärtner, Forstwirte und Bo- denkundler. – Schaper, Hannover, 81 S. Neubert, E. (2004–2013) Ergebnisberichte: Lumbrici- denuntersuchungen auf ausgewählten Boden-Dauer- beobachtungsflächen (BDF) in Sachsen-Anhalt. – Lan- desamt für Umweltschutz Sachsen-Anhalt, Halle. Sims, R. W. & Gerard, B. M. (1999): Earthworms. – Sy- nopsis of the British Fauna (New Series) 31 (revised). Published for The Linnean Society of London and The Estuarine and Coastal Sciences Association by Field Studies Council, Shrewsbury, 169 S. Tischer, S. (1994–2005): Ergebnisberichte: Huminstoff- und Lumbricidenuntersuchungen an ausgewählten Bodendauerbeobachtungsflächen im Land Sachsen- Anhalt. – Martin-Luther-Universität Halle-Witten- berg, Institut für Agrar- und Ernährungswissenschaf- ten, Halle. Tischer, S. (2009): Lumbriciden als Akkumulations- Bioindikatoren für Schwermetallbelastungen in Bö- den. – Gefahrstoffe – Reinhaltung der Luft (Berlin, Heidelberg u.a.) 69 (10): 401–406. Tischer, S. (2010): Lumbriciden als Bioindikatoren für Standorteigenschaften. – Gefahrstoffe – Reinhaltung der Luft (Berlin, Heidelberg u.a.) 70 (4): 124–128. Zicsi, A. (1965): Die Lumbriciden Oberösterreichs und Österreichs unter Zugrundelegung der Sammlung von Karl Wesselys mit besonderer Berücksichtigung des Linzer Raumes. – Naturkundl. Station Stadt Linz/ Austria. Anschrift der Verfasserin Elisabeth Neubert Landesamt für Umweltschutz Sachsen-Anhalt Reilstraße 72 06114 Halle (Saale) E-Mail: Elisabeth.Neubert@lau.mlu.sachsen-anhalt.de Tab. 16.2: Checkliste der Regenwürmer in Sachsen-Anhalt Zusätzliche Abkürzung: Nachweis N & T von Neubert und Tischer im Rahmen der Untersuchungen auf Boden-Dauerbeobachtungsflächen ge- funden und bestimmt Art Allolobophora chlorotica Savigny, 1826 Allolobophoridella eiseni (Levinsen, 1884) Aporrectodea caliginosa (Savigny, 1826) incl. Aporrectodea nocturna (Evans 1946) Aporrectodea limicola (Michaelsen, 1890) Aporrectodea longa (Ude, 1885) Aporrectodea rosea (Savigny, 1826) Dendrobaena octaedra (Savigny, 1826) Dendrobaena pygmaea (Savigny, 1826) Dendrodrilus rubidus (Savigny, 1826) 560 Nachweis Synonym N&T det. Neubert Lumbricus eiseni Levinsen, 1884; Allolobophora eiseni (Levinsen, 1884) N&T det. Tischer N&T N&T N&T det. Tischer N&T
||||||||||||||||||||| Berichte 4.3.24 des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt, Heft SCHLINGNATTER 4/2015: 489 – 510 Schlingnatter – Coronella austriaca (Laurenti, 1768) Wolf-Rüdiger Grosse und Marcel Seyring 1 ||||||||||||| FFH Artsteckbrief Kennzeichen: Kopf abgeflacht, fast eiförmig, schwach vom restlichen Körper abgesetzt. Braune Schläfen- binde von der Schnauzenspitze bis in den Halsbereich, Pupillen rund. Dorsales Fleckenmuster auf dem Kopf erinnert an eine Krone, Kopfzeichnung zieht sich unre- gelmäßig auf beiden Seiten als dunkle Fleckenreihe bis zum Schwanzbereich fort, teilweise verschmelzen einzelne Flecken zu Querstreifen, ungekielte, glatte Schuppen, oberseits grau, braun bis hin zu rotbraun. Die Bauchseite ist hellgrau, grau bis braun, rostrot und häufig dunkel gesprenkelt, selten schwarz. Größe: Gesamtlänge der ♂♂ durchschnittlich 55 cm (bis 78 cm) und 51 g (bis 90 g) Körpermasse und der ♀♀ durchschnittlich 75 cm (bis 90 cm) und 55 g (bis 140 g) Körpermasse. Geschlechtsunterschiede/Trachten: ♂♂ vor allem oberseits mit braunen bis roten Farbtönen, längere Schwänze, verdickte Schwanzwurzel (Hemipenes), ♀♀ Oberseite beige bis grau. Jungtiere kontrastreich, bräunlich bis rötlich gefärbte Unterseite. Habitate: Vielfältige offene, bis halboffene, meist kleinräumig gegliederte wärmebegünstigte Lebens- räume, häufig in Mittelgebirgslagen beispielsweise an Felsabbruchkanten, Geröllhal- den; im Flachland strukturrei- che Flächen mit häufigem Wechsel von lichten und dichten Vege- tationsstruktu- FFH ren wie Heideränder, Moore und Flussdünen, oder in Kulturlandschaften in Trockenmauern der Weinberg hänge, an Bahntrassen, auf Brachen oder in Kiesab- baugebieten und Steinbrüchen, aber auch in Randbe- reichen von Siedlungen, Streuobstwiesen und Gärten. Aktivität: Winterruhe (Mitteleuropa) witterungsab- hängig von Oktober bis März, ♂♂ kommen zuerst aus dem Winterquartier, meist erscheinen Jungtiere und ♀♀ später. Fortpflanzungszeit von Mitte April bis Anfang Mai, tagaktiv vor oder nach warmem Regen- wetter besonders häufig, bei Sommerhitze nur frühe und abendliche Aktivität, lokal bis Ende Oktober ♀♀ und Jungtiere aktiv. Wanderungen/Reviere: Altersabhängig, ♂♂ und ♀♀ zur Fortpflanzungszeit < 100 m, sonst Wanderungen 200 – 300 m, Wanderungen zwischen den Lebensräu- men bis 500 m, Aktionsräume 1 – 3 ha, können auch überlappen. Fortpflanzung/Entwicklung: Entwicklungszeit 3 – 4 Monate, stark habitat- und höhenabhängig, ebenso Geburt der Jungtiere von Mitte Juli/Anfang August bis spätestens Anfang September, Junge schlüpfen sel- ten im Mutterleib, meist nach Ablage der dünnhäuti- gen Eier nach wenigen Minuten, KRL der Schlüpflinge 12 – 15 cm, Gesamtlänge 16,5 cm im Durchschnitt, im Folgejahr 22 – 30 cm, Geschlechtsreife frühestens nach zwei sonst nach drei Jahren mit einer Länge von 40 – 45 cm. Nahrung: Ganztägig, je nach Größe Blindschlei- chen, Eidechsen oder kleine Schlangen, dane- ben Spitzmäuse, Wühl- und Langschwanz- mäuse und deren Junge, seltener Amphibien, nestjunge Vögel, Vogeleier, Regenwürmer und Insekten. Alter: Höchstalter 20 Jahre. Abb. 1: Die Männchen der Schlingnatter sind in der Grundfarbe oberseits meistens bäunlich bis rötlich gefärbt, bei den Weibchen dominieren Grautöne (Montage, Fotos: A. Westermann). 489 SCHLINGNATTER FFH 2Verbreitung und Ökologie 2.1Allgemeine Verbreitung 2.1.1 Areal In Europa ist die Schlingnatter nahezu überall verbrei- tet (Günther & Völkl 1996c). Im Norden fehlt sie auf Island, Irland, in Dänemark und weiten Teilen Skan- dinaviens. Die nördlichsten Vorkommen liegen sehr isoliert in Südnorwegen und Mittelschweden. Öst- lich reicht ihr Areal bis weit in den Kaukasus hinein, erreicht Kasachstan und den Norden des Iran. In Süd- europa haben die Schlingnatter und die Girondische Schlingnatter (Coronella girondica) ein größeres, sich überlappendes (sympatrisches) Verbreitungsgebiet. Gegenwärtig werden drei Unterarten der Schlingnat- ter unterschieden: die Nominatform C. a. austriaca (im gesamten Verbreitungsgebiet), C. a. acutirostris (Iberische Halbinsel) und C. a. fitzingeri (Sizilien und Süditalien). Im Mittelmeerraum ist sie westlich nur lokal verbreitet, fehlt in Südspanien und auf den Mit- telmeerinseln, besiedelt den gesamten Balkan, den Peloponnes, kommt rund um das Schwarze Meer vor und erreicht das Kaspische Meer. 2.1.2 Verbreitung in Deutschland Die Schlingnatter ist landesweit weit verbreitet (Gün- ther & Völkl 1996c). Der Schwerpunkt der Vorkom- men der xerothermophilen Natter liegt in den klimatisch begünstigten Mittelgebirgsregionen Südwest- und Süddeutschlands. In den Mittelgebirgen besiedelt die Schlingnatter ein mehr oder weniger geschlossenes Gebiet mit Hauptvorkommen im Südwesten im Hes- sischen und Westfälischen Bergland, im Westerwald, im Rhein-, Ahr-, Mosel-, Lahn- und Nahetal, im Pfälzer Wald, im Rheingau-Taunus, im Spessart, im Gebirge des Schwäbisch-Fränkischen Schichtstufenlandes sowie im Neckartal, Odenwald, der Oberrheinebene, im Schwarzwald, der Schwäbischen und der Fränki- schen Alb und im Donautal. Weiter nordöstlich liegen die Schwerpunktvorkommen im Saale-Unstrutgebiet, im Porphyrhügelland Sachsen-Anhalts und im Dresde- ner Elbtalgebiet, im Erzgebirgsvorland und der Lausitz (Völkl & Käsewieter 2003). Im Norden Deutschlands ist die Art nur weitlückig verbreitet. Die Schwerpunkte der Verbreitung finden sich hier in den niedersächsi- schen Moor- und Heidebereichen (Lüneburger Heide, Stader Geest oder dem Weser-Aller-Flachland sowie in den Sand- und Heidegebieten Brandenburgs. Die Art fehlt im Bundesland Hamburg und in zentralen Tei- len Mecklenburg-Vorpommerns. Punktuell kommt sie dagegen auf Fischland, Darß und auf der Insel Rügen vor. 2.1.3 An Sachsen-Anhalt grenzende Vorkommen Weitlückig finden sich im gesamten norddeutschen Raum wie auch in Brandenburg Vorkommen der Schlingnatter. In Süd-Mecklenburg-Vorpommern und Westbrandenburg fehlt die Art. Punktuell tritt die Art dann in den Heidegebieten Südbrandenburgs, Sach- sens und Sachsen-Anhalts auf. Eine Häufung von Beobachtungen im Osten Sachsen-Anhalts existiert noch im Bereich des Unteren Muldetals bis in das Sächsische Mulde-Löss-Hügelland. Die südlichsten Vorkommen Sachsen-Anhalts im Gebiet des Zeitzer Forstes und an den Talzügen der Weißen Elster zwi- schen Crossen und Salsitz sind getrennt von denen des Einzugsgebiets der Saale und Thüringens. In den weiter südlich gelegenen Buntsandstein-Hügel- ländern Thüringens (Bad Blankenburg, Rudolstadt, Hütten, Lausnitz, Eisenberg) sind viele Vorkommen zu finden. Ebenso ist der Osten des Ostthüringer Schiefergebirges (Weida) und des Thüringer Vogtlan- des (Greiz) dicht besiedelt. Dagegen fehlen aktuelle Nachweise aus dem Thüringer Kyffhäuser fast völlig. In Niedersachsen liegt ein Schwerpunktvorkommen der Schlingnatter in der Region Lüneburger Heide (insbesondere Südheide und nördliche Hohe Heide) sowie in den Mooren und ausgedehnten Kiefern- wäldern im Weser-Aller-Flachland sowie im Bereich Helmstedt-Haldensleben-Flechtingen im Grenzgebiet zu Sachsen-Anhalt. 2.2 Vorkommen in Sachsen-Anhalt 2.2.1 Verbreitung und Häufigkeit Datengrundlagen Aus Sachsen-Anhalt liegen von der Schlingnatter 509 Datensätze zwischen 1888 und 2014 vor. Seit dem Jahr 2001 wurde die Schlingnatter in 55 MTB nachge- wiesen. Mit einer MTB-Rasterfrequenz von 27 % zählt sie zu den seltenen Arten (entspricht 83 MTBQ und einer Frequenz von 11 %). Historische Verbreitung Giebel (1869) berichtete von einem Fund einer zwei- ten Schlingnatterart „Coluber flavescens (Coronella laevis) im Selkethale“ des Harzes, was sich als Irr- Tab. 1: Datengrundlagen zur Schlingnatter in Sachsen-Anhalt. Karte 1: Aktuelle Verbreitung (1990 – 2014) der Schlingnatter in Deutschland (modifiziert nach DGHT e. V. 2014). 490 SCHLINGNATTER FFH Abb. 2: Schlingnatter mit typischer Kopfzeichnung (Foto: A. Westermann). tum herausstellte. Auch Goldfuss (1886) kannte die Schlingnatter bei Thale. Nach ihm ist die „Glatte Natter bei Bitterfeld an der Götsche nicht selten“ und Düri- gen (1897) beschreibt als Verbreitungsschwerpunkte den Südharz einschließlich Kyffhäuser, den Nord- harz (Quedlinburg, Halberstadt und Blankenburg), das Gebiet um Freyburg-Bad Kösen mit Fortsetzung nach Thüringen (Saal- und Eisenbergischer Kreis und Herzogtum Altenburg), die östliche Mittelmark nebst Fläming, die Altmark und die Gegend um Neuhaldens- leben. Die Altmarkvorkommen bei Uchtspringe, Neu- haldensleben und Colbitz bestätigt Wolterstorff (1928). Köhnke (1893) kannte sie aus Zichtau. Eine intensive Suche nach der Art in Mittelostdeutsch- land zwischen 1840 und 1890 ist aus Sitzungs- und Vereinsnachrichten belegt (damit verbunden sind die Namen historischer Persönlichkeiten wie Bött- ger, Giebel, Taschenberg, Wolterstorff, Lenz, Schulze). Hoffmann (1899) beschreibt die Schling- natter (auch als Glattnatter oder Haselnatter bekannt) als Bewohnerin der südlichen und südwestlichen Region des Harzes (ohne Ortsangabe). Buschendorf (1984) und Gassmann (1984) bestäti- gen Funde im Harzvorland, in der Dübener Heide und in den südlichen Landesteilen wie Schichtstufenland und Muschelkalkgebiet im Saaletal um Freyburg (Unstrut) und Naumburg sowie Forstgebiete mit Elstertallagen im Burgenlandkreis. Eine große Lücke besteht zwischen den Vorkommen auf dem Höhenzug des Huy und der Altmark. Krüger & Jorga (1990) erwähnen für den damaligen Kreis Jessen eine einmalige Beobachtung aus dem südlichen Fläminghügelland, die nach Anga- ben von P. Zierold (pers. Mitt.) von der Westflanke der Glücksburger Heide stammt. Schiemenz & Gün- ther (1994) zeigen eine Häufung von Fundpunkten im Gebiet des Nordharzes sowie in der Region öst- lich des Drömlings über die Colbitz-Letzlinger Heide bis nach Tangermünde und Genthin. Nach Süden hin nahm die Art zu, fehlte allerdings in der Magdeburger Börde, im Köthen-Delitzscher Ackerland, im Östlichen Harzvorland, im Saaletal und der Weißenfelser Platte. Für Sachsen-Anhalt wurde eine MTB-Frequenz von 20,8 % (MTBQ-Frequenz 9,5 %) ermittelt. Karte 2: Vorkommen der Schlingnatter in Sachsen-Anhalt auf MTBQ-Basis. 491
||||||||||||||||||||| Berichte 4.3.25 des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt, Heft RINGELNATTER 4/2015: 511 – 524 Ringelnatter – Natrix natrix (LINNAEUS, 1758) Jürgen BUSCHENDORF 1 Artsteckbrief Kennzeichen: Haut mit hornigen Schuppen/Schilden bedeckt, unbewegliche Augen- lider, mehr oder weniger abgesetzter Kopf, gekielte Rückenschuppen, beiderseits des Hin- terkopfes ein deutlicher gelber/weißer Fleck, vorn und hinten schwarz begrenzt. Größe: ♂♂ durchschnittliche Länge 70 cm (maximal 100 cm), ♀♀ durchschnittliche Länge: 85 cm, (maxi- mal 150 cm), kräftiger, dicker als ♂♂ (4 – 5 cm Körper- querschnitt). Geschlechtsunterschiede/Trachten: Oberseite: Alle Abstufungen von grau (braungrau-schwarz), oft mit 4 – 6 Längsreihen kleiner schwarzer Flecken, Unter- seite: Weiß, elfenbeinfarben mit schwarzer oder bläu- lich-schwarzer Würfelung, ♂♂ mit verdickter Schwanz- wurzel. Melanistische Exemplare sind nicht selten. Habitate: Breites Spektrum von offenen und halboffe- nen Habitaten entlang von Still- und Fließgewässern mit Eiablageplätzen, Sonnenplätzen und Tagesverste- cken, natürliche und künstliche Seen, Teiche, Rest- löcher, terrestrische Habitate: Auwälder, Feuchtgrün- land, Sümpfe. Aktivität: Hauptsächlich tagaktiv, Verlassen der Win- terquartiere März/April, Wandern zum Paarungsplatz, Paarungsaktivität Abb. 1: Oben: Auf Ast ruhende Ringelnatter (Foto: S: Eller- mann); Unten: Ringelnatter mit Gelege (Foto: P. IBe) (Montage). Mai – Juni, Aufsuchen des Eiablageplat- zes, Aufsuchen des Winterquar- tiers September/Oktober, Winterstarre. Wanderungen/Reviere: Hält sich bei günsti- gen Habitatbedingungen oft jahrelang an denselben Plätzen auf, Aktionsradius (Normalfall): 300 – 500 m, „home-range“ 8 – 30 ha, zum Aufsuchen der Eiabla- geplätze und Abwanderung von diesen werden durch- schnittlich täglich 150 m zurückgelegt, größte tägliche Wanderleistung: 460 m (Luftlinie). Fortpflanzung/Entwicklung: Paarungen Ende April bis Mai, Eiablage Ende Juni – Anfang August, schnee- weiße, von klebrigem Sekret umgebene Eier in trau- benförmigen Klumpen, Gelegegröße: am häufigsten 10 – 30 (6 – 116), Eigrößen: Länge 24 – 30 mm, Breite 14 – 20 mm. Jungtiere schlüpfen nach 30 – 33 Tagen (4 – 10 Wochen) mit 18 – 21 (13 – 23) cm Länge, 1. Häutung 1 – 14 Tage nach Schlupf, wachsen bis zur Einwinterung auf 25 cm Länge. Nahrung: Frösche (vorrangig Braunfrösche), Molche und deren Larven, auch Kröten, Fische, Kleinsäuger (Mäuse, Spitzmäuse). Alter: Im Freiland 20 – 25 Jahre, im Terrarium 28 – 35 Jahre. 511 ||||||||||||| RINGELNATTER 2Verbreitung und Ökologie 2.1Allgemeine Verbreitung 2.1.1 Areal Die Art kommt in mit Ausnahme von Irland, Schott- land, Nordskandinavien und einigen Mittelmeerinseln (Malta, Kreta, Balearen, einige Kykladen) in ganz Europa vor. Die Nordgrenze des Verbreitungsgebietes verläuft entlang des 67. Breitengrads durch England, Wales über Schweden, Norwegen und Finnland zu den Nordküsten von Ladoga- und Onegasee im euro- päischen Teil Russlands. Im Osten reicht das Areal bis zum nördlichen (burjatischen) Teil der Mongolei ca. 200 km östlich des Baikalsees. Die Südgrenze verläuft durch die Nordwestmongolei, Nord-Xinjiang (China) durch Kasachstan, Turkmenien, den nördlichen Iran bis Syrien und den nördlichen Libanon. Reliktar- tige Vorkommen wurden aus Teilen Nordwestafrikas gemeldet. 2.1.2 Verbreitung in Deutschland Die Ringelnatter ist die in Deutschland häufigste und am weitesten verbreitete Schlangenart. Es gibt aber zahlreiche Verbreitungslücken, vor allem in gewässer- armen, ausgeräumten Agrarlandschaften sowie in den Hochlagen der Mittelgebirge und der Alpen. Höchst- wahrscheinlich sind auch eine Reihe der Fehlstellen kartierungsbedingt. Die Ringelnatter wurde bisher noch nicht auf den Ostfriesischen Inseln nachgewie- sen. Von den Nordfriesischen Inseln ist sie nur auf Sylt beobachtet worden. Regionen ohne oder nur mit wenigen Nachweisen der Art sind einige Geestgebiete (Ems-Hunte und Ostfriesisch-Oldenburgische Geest), Wendland-Altmark, Nordbrandenburgisches Platten- und Hügelland, Luchland, Teile im Osten und Westen der Westfälischen Bucht, Niederrheinisches Tiefland, Kölner Bucht und Schwäbische Alb. Sehr lückige Ver- breitung der Ringelnatter weisen folgende Landschaf- ten auf: Stader Geest, Lüneburger Heide, Weser-Lei- ne-Bergland, Östliches und Nördliches Harzvorland und Börden, Fläming, Thüringer Becken, Teile des Rheinischen Schiefergebirges (Eifel, Hunsrück, Süderbergland), Nahe-Bergland, Teile des Südwest- deutschen Schichtstufenlandes und das Alpenvorland. 2.1.3 An Sachsen-Anhalt grenzende Vorkommen Die sehr lückige Verbreitung der Art entlang der östli- chen Landesgrenze setzt sich auch auf brandenbur- gischem Gebiet fort. Allerdings sind dort im mittleren Grenzabschnitt (MTB 3239 südwärts bis 3639) mehr MTB besetzt als in der Elbtalniederung Sachsen-An- halts. Südlich davon existieren bis zur sächsischen Grenze beiderseits sehr große Verbreitungslücken (Fläming und Elbe-Mulde-Tiefland). Die zahlreichen Vorkommen im Schwarze-Elster-Tal, im Dessauer Elbtal und in der Dübener Heide setzen sich auch auf sächsischem Gebiet fort. Wenige Vorkommen existie- ren im Norden der Düben-Dahlener Heide und im Rie- sa-Torgauer Elbtal. Die zahlreichen Fundpunkte an der Mulde auf sachsen-anhaltischem Gebiet finden eine abgeschwächte Fortsetzung in Sachsen. Gleiches trifft auch auf das Tal der Weißen Elster zu. Ansonsten sind auf beiden Seiten des südöstlichen Grenzverlaufs kaum Vorkommen bekannt. Die Art ist im gesamten Grenzgebiet zu Niedersachsen nur an wenigen Stellen nachgewiesen. Das ist der Fall im Norden der West- lichen Altmarkplatten, im Gebiet der Jeetze, am Mit- tellandkanal bzw. der Ohre und im Harz. Die wenigen Vorkommen im Gebiet der Weißen Elster und Saale auf sachsen-anhaltischem Gebiet finden auf thüringi- scher Seite ihre Fortsetzung. Die zahlreichen Vorkom- men in den Grenzgebieten des Südlichen Harzvorlan- des und der Helme-Unstrut-Niederung setzen sich in Thüringen nur teilweise fort. Im Mittelharz-Grenzgebiet konnten sowohl in Sachsen-Anhalt als auch in Thürin- gen mehrere Vorkommen registriert werden. 2.2 Vorkommen in Sachsen-Anhalt 2.2.1 Verbreitung und Häufigkeit Datengrundlagen In Sachsen-Anhalt liegen zur Ringelnatter 1.609 Datensätze (von 9.273 Datensätzen zu Reptilien) vor. Diese bilden die Grundlage für die Errechnung der aktuellen Präsenz der Art und eine Reihe anderer Aus- sagen über die Art. Aus den 1.609 Datensätzen zur Ringelnatter konnten 1.242 Fundorte (von insgesamt 5.676 Reptilienfundor- ten in Sachsen-Anhalt) für weitere Auswertungen ver- wendet werden. Historische Verbreitung Aus dem 18. Jahrhundert berichtet Stübner (1790) über Vorkommen der Art bei Blankenburg und Walken- ried: „Wasserschlangen, welche zum Theil 4 Fuß lang sind, schwarze Hauptschilde haben, und nicht bestän- dig im Wasser, sondern mehrentheils auf dem Lande Tab. 1: Datengrundlagen zur Ringelnatter in Sachsen-Anhalt. Karte 1: Aktuelle Verbreitung (1990 – 2014) der Ringelnatter in Deutschland (modifiziert nach DGHT e. V. 2014). 512 RINGELNATTER Abb. 2: Ringelnatter in typischer Ruhestellung (Foto: S. Teufert). leben.“ Im 19. Jahrhundert sind schon mehr Infor- mationen über das Vorkommen der Ringelnatter auf dem Gebiet des heutigen Sachsen-Anhalt bekannt. So schreibt Zimmermann (1834): „Auf den Höhen des Oberharzes gar nicht, in den Thälern … selten; häufiger am Vorharze“. Rimrod (1856a) fand die Art „am Vorharze i. d. Thälern“ und Geitel (1881) in der Umgebung von Blankenburg und Goldfuss (1886) häufig in der Götsche bei Bitterfeld. Kohlmann (1850) schreibt von Ringelnattereierfunden bei Dessau. Wolterstorff (1888) fand eine 1,10 m lange Haut eines Stückes bei Osterburg, wo sein Bruder noch größere Stücke gesehen haben soll. Er schreibt: „Ich selbst kenne die Art nur von einen Fundort, Osterburg, genauer, wo sie in dem keineswegs großen Walde „der Klei“ sehr häufig ist.“ Alle anderen, von ihm aufgeführten Fundorte sind Angaben aus der Literatur bzw. von Gewährsleu- ten, so Naumburg, Salziger See, Seeburg, Goseck bei Weißenfels, Zöckeritz bei Bitterfeld, Friederiken- berg östlich von Tochheim bei Zerbst, bei Dessau, am Regenstein, im Selke- und Bodetal, Treseburg, am Vorharz, bei Neuhaldensleben (Bode). Köhnke (1893) schreibt von einer sicheren Beobachtung der Ringelnatter in der Umgebung von Salzwedel. Wol- terstorff (1893a) wurden Beobachtungen der Art von A. Smalian (Halle) mitgeteilt: Im Selkegebiet, z. B. bei Pansfelde, am Falkenstein, im Selketal, im südöst- lichen Teil des Harzes seltener beobachtet, Degen- ershausen, Bodetal bei Treseburg, Sägemühlenteich und Umgebung bei Blankenburg (häufig), Bodetal, im Harz weitverbreitet, aber kaum häufig, bei Eisleben ab und zu vorkommend, Steinklöbe unterhalb Wendel- Abb. 3: Ringelnatter im Angriffsverhalten (Foto: S. Ellermann). 513
| Origin | Count |
|---|---|
| Bund | 15 |
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| Förderprogramm | 7 |
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