technologyComment of kaolin production (RER, RoW): There exist two different processes for the production of market kaolin - a dry and a wet process. The first one - the dry process - is relatively simple but yields therefore also a lower quality product, reflecting the quality found in the crude kaolin. The wet process on the other hand side is used to produce filler and coating grades. It is this process that is modeled in this dataset. The most important four steps of the wet process are the following: - Mining: Nowadays most of kaolin mining is done in open pit mining. Depending on the composi-tion, either mining with shovels, draglines, motorized scrapers and front-end loaders is done (e.g. Georgia, USA) or mining with high-pressure hydraulic monitors (e.g. Cornwall, UK) is done. In the second case, a stream of water is washing out the fine particle kaolin and is leaving the coarse quartz and mica residues within the soil. - Mineral separation (degritting): Kaolin beeing a mineral, it is obvious that there are always also other minerals (the grit) in the kaolin deposits, which have to be separated. To separate two miner-als, either physical or chemical differences between the two substances are taken as base. In gen-eral, the mined kaolin is mixed therefore with water and a dispersing chemical to form a slurry that is then degritted (by e.g. rake classifiers, hydrocyclones or screens). - Kaolin benefication: When the separated kaolin fullfills not the specification asked a benefication process is added to improve e.g. the brightness (either by magnetic separation or by bleaching with ozone or hydrogen peroxide), the rheology (by blending different kaolins), the purity (either by blending or by magnetic separation) or the grain size distribution (again blending as a possibility). In this step, the producer is also deciding the form of delivery (bulk, powder, slurry). - Storage & transport: The storage is done either in silos (bulk and powder) or in tanks (slurries). Due to the fact that customers more and more apply for the 'just in time' principle, the storage ca-pacities of the producers are increasing and the transports are done more and more by lorry to the customer (more flexible than other means of transport). References: Hischier R. (2007) Life Cycle Inventories of Packagings & Graphical Papers. ecoinvent report No. 11. Swiss Centre for Life Cycle Inventories, Dübendorf, 2007.
technologyComment of hydrogen peroxide production, product in 50% solution state (RER): The most common technique for the production of hydrogen peroxide is the autooxidation (AO) or anthraquinone process. In a first step, hydrogen peroxide is produced by reducing alkylanthraquinone with hydrogen in the presence of a catalyst to the hydrochinone. Then the catalyst is removed and the hydrochinone is oxidised – usually with air – back to the origin quinone and in the same time hydrogen peroxide is produced. The quinones can then be re-hydrolysed again. The whole reaction takes place in a working solution that consists of a mixture of various solvents (i.e. parts are aromatic solvents). The whole process is exothermic. In a second step, hydrogen peroxide is extracted from the working solution and concentrated. Both steps are included in this dataset.
Die Stellen der Probenentnahme sollen in freifließenden Abschnitten liegen. Staubereiche und künstlich stark aufgeweitete oder vertiefte Bereiche sind zu meiden, da sich dort die Fließgeschwindigkeit oft erheblich verlangsamt, was zu Einschichtungen oder zur Sedimentation des Phytoplanktons führen kann. Die Beprobung von Brücken ist zulässig, sofern die strömungszugewandte Seite gewählt wird. Folgende Gewässerbereiche sind für Probestellen nicht geeignet: künstliche Staubereiche in Zusammenhang mit Wasserkraftanlagen, Pegeln oder Schleusen Gewässerabschnitte direkt unterhalb von Staustufen vertiefte Bereiche wie z. B. Hafenbecken oder tiefe Schifffahrtsrinnen (Faustregel: ungeeignet, wenn um mehr als ein Drittel vertieft gegenüber der "normalen" Tiefe) künstlich aufgeweitete Bereiche (Faustregel: ungeeignet, wenn auf mehr als das Doppelte aufgeweitet gegenüber der "normalen" Breite) Für jedes Untersuchungsjahr ist eine monatliche Beprobung des Phytoplanktons im Zeitraum März bis Oktober durchzuführen. Es sollten mindestens vier Termine im Zeitraum Mai bis September liegen und letztlich mindestens sechs Termine für die biologische Bewertung zur Verfügung stehen. Eine 14-tägige Beprobung wird für die Chlorophyll-a-Bestimmung und für die Nährstoffe empfohlen. Die Proben sollten in der Strommitte mit einem Wasserschöpfer (Ruttner- oder Van-Dorn-Fallschöpfer) in der Regel aus einer Tiefe von 0,5 m entnommen werden. Dies kann z. B. von einer Brücke aus auf der strömungszugewandten Seite geschehen. Es werden keine Planktonnetze verwendet. In langsam fließenden Fließgewässern kann es zu horizontalen Einschichtungen des Phytoplanktons im Wasserkörper kommen. Bei sichtbaren Aufrahmungen von Algen und einer Sichttiefe unter 1 m wird eine zweite Probe von der Gewässeroberfläche entnommen und mit der Probe aus 0,5 m zu einer Mischprobe vereint. An jedem Probenahmetermin sind für die PhytoFluss-Bewertung aus der Potamoplankton-Schöpfprobe aus 0,5 m Tiefe mindestens folgende drei Teilproben herzustellen: Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrocknet werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrocknet werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Alle Proben werden mit einem Etikett beschriftet, das jeweils den Namen des Gewässers und der Probestelle, das Probenahmedatum sowie möglichst auch eine fortlaufende Labor-Probennummer angibt. Es sollte sichergestellt sein, dass die unfixierten Proben noch am selben Tag zur Filtration im chemischen Labor eingehen. Die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) einer Wasserprobe ist spektralphotometrisch zu messen. Sie korreliert mit der Biomasse des enthaltenen Phytoplanktons, da alle Arten dieses Pigment zur Photosynthese nutzen. Die Chlorophyll a-Konzentration wird für das PhytoFluss-Verfahren als Kenngröße für die Biomasse des Phytoplanktons verwendet. Die Wasserproben müssen noch am Probenahmetag mit einer Vakuumpumpe auf einen Glasfilter filtriert werden (Abbildung 2). Der Filterrückstand enthält die Algen und deren Pigmente. Die Bestimmung der Chlorophyll a-Konzentration nach der Norm (DIN 38409-H60 2019) beruht auf der ethanolischen Heißextraktion aus dem Filterrückstand und der anschließenden Absorptionsmessung bei 665 nm, wobei auch Phaeopigmente (Abbauprodukte des Chlorophyll) mit erfasst werden. Nach quantitativer Überführung des Chlorophyll a in Phaeopigmente mittels Ansäuern wird eine erneute Messung bei 665 nm durchgeführt. Eventuell auftretende Trübungen werden durch Messungen bei 750 nm korrigiert. Aus den photometrischen Analyse-Ergebnissen kann der Chlorophyll a-Wert nach DIN (mit Phaeophytinabzug) errechnet werden: Chl a DIN = Gesamtpigment – (Phaeophytin/1,7) Die Angabe der Pigmentkonzentrationen erfolgt üblicherweise in µg/l. Ziel der mikroskopischen Analyse sind die taxonomische Bestimmung sowie repräsentative Vermessungen der Algenzellen zur Ermittlung des Biovolumens der Phytoplanktontaxa. Dies erfolgt an speziellen Umkehrmikroskopen nach dem genormten "Utermöhl-Verfahren" (DIN EN 15204). Dafür werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert (s. Abb. 1). In einem definierten Volumen der Lugol-fixierten Probe werden die Taxa bestimmt und gezählt. Der Volumenbezug dient der Rückberechnung auf die im Gewässer herrschende Algendichte "Biovolumen/Liter". Anschließend wird ihr Verdrängungsvolumen, das sogenannte Biovolumen, unter Berücksichtigung ihrer unterschiedlichen Größen und Formen berechnet. Weitere Festlegungen, wie etwa zur mikroskopischen Bearbeitung und Auswertungsstrategie, wurden u. a. von Nixdorf et al. (2010) getroffen. Für die Mikroskopie werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert. Da die Zellkonzentration in Abhängigkeit von der Artenzusammensetzung und der Saison sehr stark schwanken kann, sind Orientierungswerte zur Auswahl des benötigten Absetzvolumens sowie die Chlorophyll a-Konzentration der Probe hilfreich. In der Verfahrensanleitung (Mischke et al. 2022) sind Beispiele mit Orientierungswerten genannt. Für die weitere Konservierung oder Weiterverarbeitung der Proben stehen je nach Fixierungsmethode im Gelände mehrere Varianten zur Verfügung. Die Wahl der passenden Methode richtet sich auch danach, wie lange die Probe bis zur endgültigen taxonomischen Bearbeitung gelagert werden muss. Variante "Filterprobe": Zeitnah zur Probenahme bzw. möglichst am selben Tag ist das in der Regel 1 Liter unfixierte Probenvolumen auf Cellulosenitrat-Membranfilter zu filtrieren. Nach anschließender Lufttrocknung (s. auch Nixdorf et al. 2010) können die Filter in Plexiglas-Petrischalen ohne Konservierungsmittel längere Zeit aufbewahrt werden. Anmerkung : Celluloseacetatfilter haben sich nicht bewährt, da diese beim späteren Aufschluss unter heißer Säure und H 2 O 2 verklumpen. Ebenfalls ungeeignet ist die Verwendung von Glasfaserfiltern. Diese hinterlassen beim späteren Aufschluss eine hohe Zahl von Glasfasern, die das mikroskopische Bild überlagern und damit eine zuverlässige Bearbeitung im Mikroskop unmöglich machen. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis deutlich über ein Jahr geeignet. Variante "Alkoholprobe": Das vorfixierte Probenmaterial muss im Labor 2-3 Tage in der Kautexflasche absedimentieren. Der Überstand wird anschließend vorsichtig mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der aufgeschüttelte Rückstand wird in dicht schließende Flaschen abgefüllt und mit 96%igem Ethanol/Isopropanol (unvergällt, d. h. kein Brennspiritus!) im Verhältnis 1:5 nachfixiert. Ein Gesamtvolumen von 100 ml Diatomeen-Suspension ist ausreichend. Zur taxonomischen Bestimmung muss ein Diatomeenpräparat mit Probenaufschluss mittels Wasserstoffperoxid angefertigt werden (siehe Variante 2 in Nixdorf et. al. 2010; S. 14-15). Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis rund 6 Monate geeignet. Kühlung (4-8°C) verlängert die mögliche Lagerzeit. Variante "Lugolprobe": Sind nur Lugol-fixierte Proben verfügbar, muss das jodhaltige Fixierungsmittel vor dem Aufschluss der Diatomeen folgendermaßen ausgewaschen werden: Die Proben werden mindestens 2 Tage zur Absedimentierung stehen gelassen. Der Überstand wird mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt und mit H 2 O dest. auf ca. 250 ml aufgefüllt. Dieser Auswaschvorgang wird noch zweimal wiederholt. Anschließend kann die Probe zur Analyse aufgeschlossen werden (Verfahren s. auch Nixdorf et. al. 2010). Diese Art der Konservierung ist mit Kühlung (4-8°C) für Lagerzeiten von 6 Monaten bis maximal ein Jahr geeignet. Lugol-fixierte Proben dürfen nicht in Plastikflaschen aufbewahrt werden, da das Jod des Fixiermittels von der Flaschenwandung aufgenommen wird und die Fixierung dann abgeschwächt ist. Zudem kann die Kontrolle der Färbung der Probe (Cognac-farben) wegen der Durchfärbung der PE-Flaschenwände nicht mehr stattfinden. Falls die Diatomeen-Bestimmungen nicht ohnehin obligatorisch erfolgen, entscheiden über deren Durchführung die in der Utermöhl-Zählung gefundenen Anzahlen von Taxa und Indikatortaxa des gesamten Jahrgangs. Dieses Prozedere mit fakultativer Diatomeen-Analyse nach Abschluss der Utermöhl-Taxonomie erfordert in der Praxis eine Haltbarkeit der Diatomeenproben, die deutlich über einem Jahr liegen kann.
Ein Beispiel aus der chemischen Produktion stellt die Übertragung der Epoxidierung von Sojaöl vom FedBatch-Prozess zu einer kontinuierlichen mikroverfahrenstechnischen Prozessführung bei erhöhten Temperaturen dar. Epoxidiertes Sojaöl wird vor allem als Weichmacher in Produkten aus Polyvinylchlorid verwendet und ersetzt so Phthalate. Im Rahmen des europäischen Verbundprojektes CoPIRIDE sollte ein bestehendes Produktionsverfahren für epoxidiertes Sojaöl des italienischen Produzenten Mythen S.p.A. optimiert werden. Die Jahresproduktion an epoxidiertem Sojaöl am Standort belief sich auf 15.000 t. Das Unternehmen versprach sich von dem Transfer des bestehenden Fed-Batch-Prozesses eine Reduktion der Produktionskosten, kürzere Reaktionszeiten sowie verbesserte Produktausbeuten mit konstanterer Produktqualität. Zur Entscheidungsunterstützung während der Prozessentwicklung wurden eine Reihe alternativer Prozessbedingungen ökobilanziell miteinander verglichen. Es zeigte sich, dass, ausgehend vom Fed-Batch-Referenzprozess A, die Mehrzahl der betrachteten Alternativszenarien zu höheren Umweltauswirkungen führen würden. Insbesondere Verluste in der Ausbeute (durch kürzere Verweilzeiten im Mikroreaktor), aber auch ein höherer Bedarf an den Edukten Wasserstoffperoxid und Ameisensäure bei gleichbleibender Ausbeute (90 % im Falle des Fed-Batch-Prozesses) infolge einer beschleunigten Zersetzung bei harsche Prozessbedingungen (auch als „neue Prozessfenster“ oder Englisch als Novel Process Windows (NPW) Bedingungen bezeichnet) wirkten sich hier nachteilig aus. Die Ergebnisse der Ökobilanzierung zeigten somit bereits in einer frühen Phase des Prozessdesigns, dass eine mikroreaktionstechnische Anlage zwar potenziell dem etablierten industriellen Prozess überlegen sein kann, hierzu jedoch noch weitere Entwicklungsarbeiten und eine Reduktion des Eduktbedarfes erforderlich sind. Vor allem die beschleunigte Zersetzung des Reagenzes Wasserstoffperoxid unter harschen Prozessbedingungen im Mikrostrukturreaktor erwies sich als kritisch. Auf der Basis dieser Erkenntnisse wurde eine zweistufige Synthesesequenz entwickelt. Der stark exotherme Beginn der Reaktion wurde im Mikroreaktor durchgeführt, wobei innerhalb von nur zwei Minuten Ausbeuten von bis zu 35 % erreicht werden. Dem schließt sich eine weitere Synthesestufe mit erneuter Zugabe des Oxidationsmittels, jedoch bei längerer Verweilzeit der Reaktionskomponenten im Reaktor, an. Durch diese Prozessoptimierung konnten gegenüber dem Batch-Prozess eine deutliche Verringerung der Gesamtprozesszeit und ein sparsamerer Umgang mit dem Reagenz Wasserstoffperoxid erreicht werden. Die ebenfalls durchgeführte Lebenszykluskostenbetrachtung zeigte, dass auch im Falle der Realisierung des Best Case Szenarios N aufgrund des vergleichsweise hohen Einflusses der Materialkosten keine merkliche Erhöhung der Ökoeffizienz (Ergebnis aus ökologischer und ökonomischer Bewertung) zu erwarten ist. Mit der kontinuierlichen Prozessführung geht jedoch im Falle einer Produktion im industriellen Maßstab ein höherer Automatisierungsgrad sowie eine Verkürzung der insgesamt benötigten Prozesszeit einher.
In Fließgewässern der Mittelgebirge und des Norddeutschen Tieflandes erfolgt die Probenahme gemäß PHYLIB im Idealfall gemeinsam mit der Kartierung und Probenahme der Makrophyten und des Phytobenthos ohne Diatomeen (PoD) in den Monaten Juli und August nach mehrwöchig stabilen hydrologischen Bedingungen. Wird die Probenahme der Diatomeen unabhängig von den anderen beiden Teilkomponenten durchgeführt, kann sie in der Zeit von Juli bis September erfolgen. In Gewässern mit alpinem Abflussregime stellt der Spätwinter den besten Zeitraum dar. In versauerten Bächen der Mittelgebirge wird die Probenahme zwei bis vier Wochen nach der Schneeschmelze durchgeführt, um die Zustände bei höchster Säurebelastung zu erfassen. Material für die Probenahme Topographische Karten 1:25.000 bzw. 1:50.000 GPS-Gerät Exemplar der Handlungsanweisung Feldprotokoll Schreibmaterialien (Bleistifte) Wathose Weithalsflaschen oder -gläschen vorgefertigte Etiketten und/oder wasserfeste Stifte zur Beschriftung der Probengefäße Zahnbürste, Teelöffel, Spatel o. ä. Ethanol (96 %) Fotoausrüstung Sicherheitsausrüstung Vor der Probenahme sind die Probengefäße sorgfältig mit einem wasserfesten Stift zu beschriften oder einem dauerhaft haltbaren Etikett zu bestücken. Die Beschriftung muss eine spätere Zuordnung von Probengefäß, Diatomeensuspension und Dauerpräparat gewährleisten und sollte folgende Angaben umfassen: Codierung (eindeutige Kennung, die den Bezug zu Begleitinformationen herstellt) Gewässername Probestelle (eindeutige Benennung) beprobtes Substrat Datum der Probenahme Probenehmer Der Diatomeenbewuchs wird als Mischprobe von den vorhandenen Bodensubstraten in möglichst repräsentativen Anteilen entnommen. Dies gilt für strukturell ungestörte wie auch für durch Verbauung degradierte Fließgewässer mit anthropogen eingebrachten Substraten. Die Probe ist in einer dauerhaft von Wasser überfluteten Tiefenzone zu entnehmen, um das Einbringen von aerophilen Arten zu vermeiden, die an wechselfeuchte Bedingungen angepasst sind. Dies gilt insbesondere für Gewässer mit kurzzeitig stark schwankenden Abflüssen und für Schifffahrtsstraßen. Die Diatomeenprobenahme findet vor den Begehungen der Makrophyten- und PoD-Kartierung statt, um das Probenmaterial aus einem möglichst ungestörten Bereich entnehmen zu können. Die Probenahme ist möglichst schonend durchzuführen, um die Bestände des PoD und der Makrophyten nicht zu schädigen. Die Begehung erfolgt entgegen der Fließrichtung. Es ist darauf zu achten, dass innerhalb des Untersuchungsabschnittes keine Zuflüsse oder Drainagen einmünden. Bei kleineren Gewässern ist der gesamte Gewässerquerschnitt zu beproben. Die Maßnahmen der Arbeitssicherheit sind grundsätzlich bei allen Probenahmen einzuhalten. In Abhängigkeit vom Gewässertyp können die vorhandenen Substrattypen von Hartsubstraten (Blöcke, Steine) bis hin zu Sand und Weichsedimenten reichen, die in unterschiedlicher Weise beprobt werden. Die Bewuchsdichte auf Hartsubstraten kann in Abhängigkeit vom Gewässertyp und des Probenahmezeitpunktes sehr unterschiedlich sein. Nicht selten ist der Diatomeenbewuchs makroskopisch nicht erkennbar, kann aber durch Betasten der Substratoberfläche erfühlt werden. Bei der Probenahme werden mindestens zehn Steine in ursprünglicher Ausrichtung vorsichtig von Hand entnommen. Der Bewuchs wird mit einer Zahnbürste geeigneter Härte, einem Teelöffel oder einem Spatel flächig abgekratzt und in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß überführt. Bei Gebrauch von Zahnbürsten sind diese wegen der hohen Gefahr von Verschleppungen von Diatomeen nur einmalig zu verwenden oder zwischen zwei Probenahmen in einem Ultraschallbad gründlich zu reinigen. Gut entwickelte Diatomeengesellschaften sind als makroskopisch sichtbarer Bewuchs anhand ihrer braunen Pigmentierung oder einer puddingartigen bis locker flockigen und dann zumeist auch voluminösen Struktur erkennbar. Der Bewuchs ist am besten mit einem Löffel vorsichtig abzuheben, in horizontaler Aufwärtsbewegung durch das Wasser zu führen und in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß zu überführen. Alternativ ist die Handbeprobung, bei der mit einer scherenartigen Schließbewegung von Mittelfinger und Ringfinger der horizontal über das Substrat gleitenden Hand der Bewuchs auf die Handfläche gebracht und vorsichtig aus dem Wasser gehoben wird. Beide Methoden eignen sich in Wassertiefen bis ca. 1 m, abhängig von der Körpergröße und Armlänge des Probenehmers. Für die Entnahme aus größeren Tiefen bieten sich verschiedene Saug- oder Pumpsysteme an. Bei Sandsubstraten und Weichsedimenten ist grundsätzlich darauf zu achten, dass nur die obersten Millimeter entnommen werden. Dadurch wird der Zeitaufwand für die Präparation verkürzt und der Anteil der sich bei der mikroskopischen Analyse im Dauerpräparat störend auswirkenden Fremdpartikel vermindert Um eine für die Auswertung ausreichende Diatomeenmenge sicherzustellen, sollte nach Absetzen im Probengefäß mindestens 5-10 ml Diatomeensediment vorliegen. Die Fixierung der Probe erfolgt vor Ort, spätestens aber am Abend des Probenahmetages durch Zugabe von Ethanol in einer Endkonzentration von ca. 60 %. Die Dokumentation der Probenahme und der Gegebenheiten vor Ort ist eine wichtige Grundlage für die spätere Auswertung und Interpretation der Ergebnisse. Für die Diatomeenprobenahme liegt ein standardisiertes Kartierprotokoll zur Verfügung, ebenso Versionen für kombinierte Untersuchungen mit den Teilkomponenten Makrophyten und/oder Phytobenthos ohne Diatomeen . Die Lage der Probestelle ist möglichst genau in eine topographische Karte des Maßstabes 1:25.000 oder 1:50.000 einzutragen, aus der später die Rechts- und Hochwerte der Probestelle ermittelt werden können. Alternativ können die Koordinaten mittels eines GPS-Gerätes direkt erfasst werden. In diesem Fall sollten Anfangs- und Endpunkt des Untersuchungsabschnittes so genau wie möglich festgehalten werden. An jeder Probestelle sind mindestens zwei Fotografien (gewässeraufwärts und -abwärts) anzufertigen. Die lichtmikroskopische Bestimmung von Diatomeen erfolgt anhand der arttypischen Strukturen des Kieselsäureskelettes, das im lebenden Zustand von organischen Zellbestandteilen überdeckt wird. Vor der taxonomischen Auswertung müssen diese durch Oxidation (z. B. mit starken Säuren oder Wasserstoffperoxid) entfernt werden. Zurück bleibt eine Diatomeensuspension, die von störenden organischen Zellbestandteilen und weiteren organischen Komponenten befreit ist. Die Aufbereitung mit Salz- und Schwefelsäure wird hier empfohlen, da das PHYLIB-Verfahren auf Grundlage dieser Präparationsmethode entwickelt und geeicht wurde und ein hoher Reinheitsgrad der Präparate resultiert. Alternativ kann die Aufbereitung mit Wasserstoffperoxid (siehe unten) durchgeführt werden. Zur Analyse im Lichtmikroskop werden anschließend Dauerpräparate hergestellt, die bei fachgerechter Lagerung über viele Jahrzehnte hinweg haltbar sind. Die Säurepräparation besteht aus zwei Schritten, dem Kochen mit Salz- und mit Schwefelsäure oder Wasserstoffperoxid wobei giftige Gase entstehen. Die in der Folge beschriebene Ausführung ist daher unter einem leistungsfähigen und säurebeständigen Abzug mit der gebotenen Vorsicht und unter Einhaltung der Arbeitsschutzmaßnahmen durchzuführen. Schutzkleidung und Augenschutz sind obligatorisch. Bei allen Arbeitsschritten ist streng darauf zu achten, dass keine Verschleppung der mikroskopisch kleinen Diatomeenschalen zwischen verschiedenen Proben stattfinden kann. Alle Arbeitsgeräte sind daher nach Kontakt mit einer Probe sorgfältig unter fließendem Leitungswasser zu reinigen. Aufgrund der erforderlichen Sedimentationszeiten müssen zur Durchführung der Säurepräparation ca. 14 Tage veranschlagt werden. 1. Schritt: Kochen mit verdünnter Salzsäure Dauer 30 Minuten (bei stark kalkhaltigen Proben bis zu 60 Minuten) Stielchen und Gallerten der Zellen werden aufgelöst und die Kieselsäureschalen vom Substrat (z. B. Sandkörner) getrennt. Zudem wird die Bildung von Gips bei der sich anschließenden Schwefelsäure-Behandlung verhindert. 2. Schritt: Kochen mit konzentrierter Schwefelsäure oder Wasserstoffperoxid Dauer bis zu 8 Stunden (je nach Gehalt an organischem Material) Oxidation der organischen Bestandteile in der Probe Für die Säurepräparation werden folgende Materialien benötigt: Chemikalien Salzsäure 25% z. A. Schwefelsäure 95-97% z. A. Kaliumnitrat z. A. Weitere Ausstattung Abzug Heizplatte Schutzkleidung (Laborkittel, Schutzbrille, säurebeständige Laborhandschuhe) Bechergläser (hohe Form, Fassungsvermögen mindestens 150 ml) Uhrgläser mit Durchmesser entsprechend den Bechergläsern Becherglaszange Siedestäbchen ggf. Mörser und Pistille zum Zerreiben des Kaliumnitrats Spatel kleines Kunststoffsieb mit Durchmesser entsprechend den Bechergläsern Universal-Indikatorpapier zur pH-Wert-Bestimmung Aqua dest. Spritzflasche Rollrandgläschen oder Schraubgläschen mit Dichtung zur Aufbewahrung der Suspensionen (Volumen mindestens 10 ml) beschriftete Etiketten für Suspensionsgläschen Vorbereitende Arbeiten zur Säurepräparation sind: Bechergläser für eindeutige Zuordnung mit Bleistift beschriften bei hohem Wasseranteil der Probe das Material 24 Stunden absetzen lassen und anschließend überschüssiges Wasser vorsichtig abdekantieren Probe durch Schütteln gut mischen und ca. 20 ml in Becherglas überführen Sichern eines Teils des verbleibenden Materials als Rückstellprobe Probe mit 20 - 40 ml verdünnter Salzsäure versetzen Vorsicht: Bei kalkhaltigen Proben kann es anfänglich zu einer starken Schaumentwicklung kommen, in diesem Fall die Salzsäure zunächst schrittweise in kleinen Mengen zugeben. Probe auf der Heizplatte zum Kochen bringen und ca. 30 Minuten kochen. Weist die Probe einen hohen Sandanteil auf, kann es zu Bewegungen der Bechergläser auf der Heizplatte kommen. In diesem Fall muss die Position der Bechergläser auf der Heizplatte regelmäßig korrigiert werden. Nach Erkalten der Probe grobe Substratreste durch ein Kunststoffsieb absieben und das Becherglas mit Leitungswasser auffüllen Probe stark aufrühren um Sand, Kies und kleinere Steine soweit wie möglich zu entfernen und nach einer maximal einminütigen Sedimentationszeit vorsichtig abdekantieren Probe 24 Stunden sedimentieren lassen Der sich anschließende Waschvorgang besteht aus dem vorsichtigen Abdekantieren auf etwa ein Drittel des Probevolumens, dem Auffüllen mit Leitungswasser und einer mindestens 24-stündigen Sedimentationszeit. Der Waschvorgang wird insgesamt viermal durchgeführt. (Alternativ kann die Probe zwischen den Waschvorgängen in einer Tischzentrifuge etwa 10 Minuten lang bei maximal 2000 Umdrehungen pro Minute abzentrifugiert und der wässrige Überstand auf etwa ein Drittel abdekantiert oder mit der Wasserstrahlpumpe entfernt werden. Diese Vorgehensweise erlaubt eine schnellere Aufbereitung, ist aber arbeitsintensiver und birgt die Gefahr insbesondere langschalige Diatomeen zu zerbrechen.) Probe durch Abdekantieren auf einen geringen Wasseranteil einengen und mit 20 - 30 ml konzentrierter Schwefelsäure versetzen Becherglas mit einem Siedestäbchen versehen, einem Uhrglas abdecken und auf der Heizplatte zum Kochen bringen In Abständen von etwa 20 Minuten mit einem Spatel eine Prise Kaliumnitrat zugegeben bis sich die Probe weiß entfärbt oder eine schwach grau bis gelbliche Farbe annimmt. Bei geringen Mengen organischer Bestandteile sind bereits wenige Zugaben von Kaliumnitrat ausreichend, bei einem hohen Anteil kann der Kochvorgang bis zu acht Stunden dauern. Probe nach dem Farbumschlag 20 Minuten auf der ausgeschalteten Heizplatte belassen und dann auf einer glatten, säurebeständigen Arbeitsfläche weiter abkühlen lassen. Nach dem Abkühlen der Probe und dem Absetzen der Diatomeen bilden diese einen weißen bis gräulichen Bodensatz. Anschließend werden die Proben gewaschen bis der Neutralpunkt erreicht ist. Dazu wird die Probe vorsichtig auf etwa ein Drittel ihres Volumens abdekantiert und mit Leitungswasser aufgefüllt. Die Sedimentationszeit zwischen den Waschvorgängen sollte mindestens 24 Stunden betragen. Vorsicht: Beim ersten Wässern der Probe nach dem Kochvorgang ist mit großer Vorsicht vorzugehen, da es zu heftigen Reaktionen kommen kann. Das Erreichen des Neutralpunktes ist mit pH-Papier zu überprüfen. Zumeist ist mindestens achtmaliges Waschen erforderlich. Der letzte Waschvorgang erfolgt mit destilliertem Wasser. Suspension im Becherglas durch Schütteln gut durchmischen und in ein beschriftetes Gläschen überführen Alternativ zur Oxidation mit Schwefelsäure und Kaliumnitrat kann auch Wasserstoffperoxid als Oxidationsmittel eingesetzt werden. Vorsicht: Der Reaktionsprozess kann sehr dynamisch verlaufen und erfordert Arbeitserfahrung und strenge Beaufsichtigung. Probe durch Abdekantieren auf einen geringen Wasseranteil einengen und mit 10 - 20 ml Wasserstoffperoxid versetzen Becherglas mit Inhalt langsam und vorsichtig auf der Heizplatte erhitzen bis Gasentwicklung einsetzt, vorsichtig bis zum Kochen weiter erhitzen, Überschäumen verhindern Kochprozess ca. 15 - 30 Minuten fortsetzen, bis sich die Probe weiß bis grau entfärbt. Bei einem hohen Anteil organischer Substanzen kann der Kochvorgang bis zu einer Stunde dauern. Diatomeensuspension im Becherglas auf einer glatten, oxidationsbeständigen Arbeitsfläche weiter abkühlen lassen. Nach dem Abkühlen der Probe und dem Absetzen der Diatomeenschalen bilden diese einen weißen bis gräulichen Bodensatz. Anschließend werden die Proben zweimal mit destilliertem Wasser gewaschen und der wässrige Überstand abzentrifugiert oder nach der Sedimentation des Diatomeenmaterials abdekantiert, um Reste des Wasserstoffperoxids zu entfernen. Die Sedimentationszeit zwischen Waschvorgängen sollte mindestens 24 Stunden betragen. Niederschlag im Zentrifugenglas bzw. Becherglas durch Zugabe von destilliertem Wasser und Schütteln gut durchmischen und in ein beschriftetes Gläschen überführen Zur Herstellung von Dauerpräparaten wird die Diatomeensuspension nach dem Eintrocknen in Kunstharz (Naphrax) eingebettet. Die Präparate sind bei sachgemäßer Lagerung dauerhaft haltbar, können in einer Belegsammlung archiviert und auch nach vielen Jahrzehnten noch ausgewertet werden. Materialien Deckgläser (empfohlen werden runde Deckgläser mit Durchmesser 18 mm, alternativ können rechteckige Deckgläser ca. 18 x 24 mm verwendet werden) Haushaltsspülmittel Kosmetiktücher Pipetten Aqua dest. Uhrgläser (Durchmesser entsprechend der Becherglasgröße) Deckglaspinzette oder rundgebogene Pinzette Objektträger (Kanten geschliffen) Bunsenbrenner oder Heizplatte Abzug Naphrax 1 Beschriftete Etiketten für Objektträger Präparatekasten oder -mappe 1 Naphrax wird vom englischen Hersteller ohne Zugabe von Toluol versendet. Um die für die Präparateherstellung dünnflüssige Konsistenz herzustellen, muss anhand der beigefügten Anleitung vor Gebrauch Toluol zugesetzt werden. Bei häufigem Gebrauch und/oder unzureichendem Verschluss wird Naphrax zähflüssig und muss durch erneute Zugabe von Toluol verdünnt werden. Im deutschen Handel wird seit einigen Jahren auch gebrauchsfertiges toluolfreies Naphrax angeboten und kann hier bezogen werden. Von großer Wichtigkeit ist eine einheitliche und haltbare (!) Beschriftung der Objektträger und Suspensionsgläschen. Sie dient den Zwecken der Qualitätssicherung, ermöglicht die Herstellung weiterer Präparate zu einem späteren Zeitpunkt und ist Bestandteil der archivierten Diatomeensammlungen der Bearbeiterinnen und Bearbeiter. Die Beschriftung sollte folgende Angaben umfassen: Gewässer Probestelle Codierung (Kennung, die den Bezug zu möglichen Begleitinformationen herstellt) Datum der Probenahme Beprobte Substrate (optional) Bearbeiter (taxonomische Auswertung) Deckgläschen durch kurzes Eintauchen in heißes, stark spülmittelhaltiges Wasser reinigen und anschließend abtrocknen Diatomeensuspension durch Schütteln des Gläschens gut durchmischen und kurz (maximal 30 Sekunden) sedimentieren lassen Mit einer sauberen Pipette eine geringe Menge aus dem oberen Zentimeter der Suspension entnehmen und auf das Deckgläschen auftropfen. Um Konvektionen zu vermeiden, ist der Tropfen möglichst flach zu halten. Stark konzentrierte Suspensionen (deutliche Färbung) vor dem Auftropfen mit destilliertem Wasser in einem Uhrgläschen verdünnen und die verdünnte Suspension vor dem Auftropfen durch Füllen und Entleeren der Pipette gut durchmischen Um Kontaminationen zu vermeiden, Pipetten und Uhrgläschen vor der Behandlung verschiedener Proben unter fließendem Wasser gut reinigen An der Luft erschütterungsfrei und staubgeschützt trocknen lassen Fettfreien Objektträger mit beschriftetem Etikett versehen Einen Tropfen Naphrax auf den Objektträger aufbringen Deckgläschen mit einer Pinzette aufnehmen und mit der beschickten Seite nach unten auf das Naphrax auflegen. Dabei ist darauf zu achten, dass das Deckgläschen erst über dem Naphraxtropfen nach unten gewendet wird. Um das Lösungsmittel auszutreiben, den Objektträger über einem Bunsenbrenner bei kleiner Flamme erhitzen, bis das Naphrax etwa 5 bis 10 Sekunden Blasen wirft. Alternativ kann das Lösungsmittel auf einer Heizplatte bei 100oC ausgetrieben werden. Mit Hilfe einer Pinzette prüfen, ob das Deckglas fest mit dem Objektträger verbunden ist und ggf. nochmalig erhitzen bis das Lösungsmittel vollständig ausgetrieben ist Objektträger sofort auf einer glatten Arbeitsfläche lagern und abkühlen lassen Nach Abschluss der Präparateherstellung der Diatomeensuspension 5 bis 10 Tropfen Glycerin zugeben, um ein Eintrocknen bei der langfristiges Lagerung zu verhindern Suspensionsgläser in einer Sammlung archivieren Eine optimale Diatomeendichte im Präparat liegt vor, wenn nach Durchmustern eines vollständigen Transsektstreifens die erforderliche Zahl von Diatomeenobjekten (siehe „Mikroskopische Auswertung“ unter „Bestimmung“) gezählt ist. Dies trägt der Tatsache Rechnung, dass auf dem Deckglas durch Konvektionen im Suspensionstropfen eine teilweise Entmischung stattfinden kann. So können bei starken Konvektionsströmen kleinschalige, leichte Diatomeen in der Deckglasmitte konzentriert sein, während sich große, schwere Schalen überproportional häufig in den Randbezirken finden. Um Bakterien- oder Pilzbefall zu verhindern, wird die verbleibende Suspension nach der Herstellung der Dauerpräparate durch Zugabe von 3 ml Ethanol dauerhaft konserviert. Schließt sich die Präparateherstellung nicht unmittelbar an die Säureaufbereitung an und wird die Suspension zunächst mittel- bis langfristig gelagert, erfolgt die Zugabe von Ethanol direkt im Anschluss an die Säurebehandlung. Um ein Eintrocknen der Suspension zu verhindern, können vor der abschließenden Archivierung fünf bis zehn Tropfen Glycerin zugegeben werden. Vor der Fertigung neuer Dauerpräparate muss dieses jedoch wieder ausgewaschen werden.
Die Diatomeenuntersuchung folgt den Arbeitsschritten Vorarbeiten, Probenahme im Freiland und Aufbereitung im Labor. Das exakte Vorgehen (auch für Sonderfälle wie Talsperren) ist der aktuellen „Verfahrensanleitung für die ökologische Bewertung von Seen zur Umsetzung der EG-Wasserrahmenrichtlinie: Makrophyten und Phytobenthos (Phylib)“ zu entnehmen. Im Folgenden ist eine Übersicht über die Arbeitsschritte bei der Probenahme und Aufbereitung benthischer Diatomeen: Vorarbeiten* Festlegung der Tarnsektanzahl* Probenahmezeitpunkt* (Vor-)Auswahl der Transekte* Probenahme im Freiland Auswahl der Probenahmebereiche innerhalb der Transekte Material für die Probennahme Durchführung der Probenahme: - von Hartsubstrat - von Sand/Weichsediment - Sonderfälle Fixierung der Diatomeenproben Aufbereitung im Labor Präparation durch Säurebehandlung: - Material für die Aufbereitung - Probenvorbereitung - Kochen mit Salzsäure - Kochen mit Schwefelsäure Herstellung von Dauerpräparaten: - Material für Dauerpräparate - Auftropfen der Diatomeensuspension - Einbetten in Kunstharz (Naphrax) - Konservieren der Diatomeensuspension Die mit * markierten Arbeitsschritte sind durch die Makrophytenuntersuchung vorgegeben. Sie werden vom Bearbeiter der Makrophytenkartierung bzw. in Zusammenarbeit mit diesem durchgeführt (vgl. 3S.2.2.1.20 im Abschnitt Makrophyten). Die einzelnen Arbeitschritte der Diatomeenuntersuchung können zeitlich entkoppelt erfolgen. Daher ist auf eine sorgfältige Beschriftung zu achten, die auch später eine eindeutige Zuordnung von Probengefäß, Diatomeensuspension und Dauerpräparat ermöglicht. Die Beschriftung sollte jeweils die folgenden Informationen enthalten: Codierung (eindeutige Kennung, die den Bezug zu allen Begleitinformationen sowie der präparierten Probe herstellt) Gewässer (eindeutige Kennung) Probestelle/Transekt (eindeutige Kennung) Beprobtes Substrat Datum der Probenahme Probenehmer (auf dem Probengefäß) bzw. präparierendes Labor/Bearbeiter (auf der Diatomeensuspension) bzw. taxonomischer Bearbeiter (auf dem Dauerpräparat) Benthische Diatomeen werden gleichzeitig mit den Makrophyten bei einer einmaligen Probenahme zur Hauptvegetationszeit der Makrophtyen zwischen Anfang Juli bis Mitte August erfasst. Die Diatomeenproben werden jeweils an den durch die Makrophytenuntersuchung vorgegebenen Transekten entnommen und für die Weiterbehandlung im Labor aufbewahrt. Die Diatomeenprobe wird als Mischprobe aus mindestens fünf Einzelproben gesammelt, die möglichst weit über den bei der Makrophytenuntersuchung kartierten Uferabschnitt verteilt sind. Die Einzelproben werden im Freiwasserbereich entnommen, nicht innerhalb dichter Makrophytenbestände. Es sind Probenahmebereiche auszuwählen, die stabile hydrologische Bedingungen aufweisen und in den der Probenahme vorausgegangenen ca. vier Wochen ungestörte Verhältnisse für das Diatomeenwachstum geboten haben. Der beprobte Tiefenbereich sollte zwischen 0,3 m und 1 m Wassertiefe liegen. Flachere Bereiche sind zu vermeiden, da hier Wellenschlag zu instabilen hydrologischen Verhältnissen und aerischem Einfluss führen kann. Bei der Probenahme ist das standorttypische Bodensubstrat in repräsentativen Anteilen zu berücksichtigen. Bevorzugt werden natürliche Hartsubstrate (mittelgroße bis große Steine) besammelt, die unter normalen hydrologischen Bedingungen keiner Umlagerung unterworfen sind. Topographische Karten 1:25000 bzw. 1:50000 Feldprotokolle ( Diatomeen , Diatomen in Talsperren ) und Bleistifte Exemplar der Verfahrensanleitung Wathose Weithalsflaschen oder -gläschen Einige Gefrierbeutel Vorgefertigte Etiketten oder wasserfester Stift zur Beschriftung der Probengefäße Teelöffel, Spatel, Zahnbürsten o.ä. Ethanol 96% Fotoausrüstung ggf. Sicherheitsausrüstung Die Bewuchsdichte des Bodensubstrats kann in verschiedenen Gewässertypen sehr unterschiedlich sein. Dichter Diatomeenaufwuchs bildet gut sichtbare braune, locker flockige oder gelee-artige Strukturen. Makroskopisch nicht erkennbarer Bewuchs kann durch Betasten der Substratoberfläche erfühlt werden. Bei jeder Probenahme muss eine relativ große Menge an Diatomeenaufwuchs gewonnen werden. Nach Absetzen im Probengefäß sollten mindestens 5 ml Diatomeensediment vorhanden sein. Die Probenahme wird auf dem Feldprotokoll dokumentiert. Eine fotografische Dokumentation der gewählten Probenahmebereiche und des bei der Beprobung von Weichsedimenten entnommenem Diatomeenaufwuchses ist hilfreich. Probenahme von Hartsubstrat: Mindestens fünf mittelgroße bis große Steine werden vorsichtig in ihrer ursprünglichen Lage entnommen. Der Aufwuchs der Steinoberseite wird abgekratzt und in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß überführt. Zum Abkratzen eignen sich Teelöffel, Spatel oder Zahnbürsten (aufgrund der hohen Gefahr von Verunreinigungen sind die Zahnbürsten nur einmalig zu verwenden oder zwischen zwei Proben gründlich in einem Ultraschallbad zu reinigen). Probenahme von Sand/Weichsediment: Die Probenahme von Weichsubstrat gestaltet sich oft schwierig. Es sollte möglichst nur die oberste Schicht entnommen werden, da diese den Diatomeenaufwuchs enthält. Gelangt viel Sediment mit in die Probe, kann der Zeitbedarf für die Aufbereitung ansteigen und in der Probe verbleibende Sedimentpartikel können die mikroskopische Auswertung erschweren. Es existieren verschiedene Verfahren, aus denen das für die Probestelle passende ausgewählt wird: Standardmethode Sand/Weichsediment die obersten Millimeter Bodensubstrat eines ungestörten Bereichs vorsichtig mit dem Löffel abheben in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß überführen Besammlung mit der Hand bei gut entwickeltem, makroskopisch erkennbarem Diatomeenaufwuchs: braune, puddingartige oder locker flockige, voluminöse Struktur Hand horizontal auf das Substrat gleiten lassen mit einer scherenartigen Schließbewegung von Mittelfinger und Ringfinger den Diatomeenaufwuchs auf die Handfläche bringen und aus dem Wasser heben in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß überführen Beprobung mit Saugvorrichtung Diatomeenaufwuchs mit einer großen Spritze (Infusionsspritze) absaugen diese kann ggf. mit einem aufgesetzten Schlauch verlängert werden in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß überführen Beprobung mit Boot und Sedimentstechrohr geeignet, wenn eine Probenahme aus Tiefen > 1 m erforderlich ist (z.B. vor geschlossenem Röhrichtbestand) vom gewonnenen Substrat werden nur die obersten Millimeter benötigt mit einer Saugvorrichtung (s. o.) entnehmen in ein beschriftetes Weithalsprobengefäß überführen Probenahme von Röhricht: Wenn an einem Uferabschnitt keine Probenahme von Bodensubstrat möglich ist oder zu erwarten ist, dass die vom Bodensubstrat gewonnene Diatomeenprobe keine gesicherte Bewertung ergibt, sollte zur Sicherheit eine Aufwuchsprobe von Röhricht entnommen werden. Hierzu werden an der Röhricht-Freiwasser-Kontaktzone ca. 10 senkrecht stehende, abgestorbene Röhrichthalme des Vorjahres mit gut entwickeltem Diatomeenaufwuchs ca. 30 cm unterhalb des Wasserspiegels abgeschnitten und in einen Gefrierbeutel überführt. Im Gefrierbeutel werden die Halme gegeneinander abgerieben und der halbflüssige Brei in das Probenahmegefäß überführt. Die Röhrichthalme werden verworfen. Probenahme in Talsperren: Aufgrund der in Talsperren auftretenden Stauspiegelschwankungen muss bei der Wahl der Probenahmebereiche ggf. die Probenahmetiefe jeweils so angepasst werden, dass die Diatomeenprobe aus einem dauerhaft überfluteten Tiefenbereich mit ausreichender Lichtzufuhr stammt und in den vier Wochen vor der Probenahme immer mindestens 30 cm Wasserbedeckung aufwies. Ein Fragebogen, der zeitnah vor der Probenahme mit dem zuständigen Staumeister besprochen werden sollte, hilft bei der Wahl des Tiefenbereichs. Die Fixierung der Proben erfolgt durch die Zugabe von Ethanol. Die Ethanol-Konzentration in der Diatomeenprobe sollte bei 60% liegen. Für die Aufbereitung der Diatomeenproben müssen ca. 12 Tage (inklusive Ruhezeiten) veranschlagt werden. Der Diatomeenaufwuchs von Bodensubstrat wird am besten durch die Oxidation (z. B. mit starken Säuren oder Wasserstoffperoxid) gereinigt. Beim Kochen mit Salz- bzw. Schwefelsäure oder Wasserstoffperoxid werden die organischen Bestandteile der Diatomeenproben entfernt, so dass für die mikroskopische Analyse nur die Kieselsäureschalen zurückbleiben. Die Aufbereitung mit Salz- und Schwefelsäure wird hier empfohlen, da das PHYLIB-Verfahren auf Grundlage dieser Präparationsmethode entwickelt und geeicht wurde und ein hoher Reinheitsgrad der Präparate resultiert. Alternativ kann die Aufbereitung mit Wasserstoffperoxid (siehe unten) durchgeführt werden. Nach der Herstellung von Dauerpräparaten sind die Proben unbegrenzt haltbar und können am Lichtmikroskop ausgewertet werden. Bei allen Arbeitsschritten der Aufbereitung muss sehr sauber und sorgfältig gearbeitet werden. Alle Arbeitsgeräte (z. B. Becherzange, Siedestäbchen, Sieb, Uhrgläschen, Pipetten) sind nach Kontakt mit einer Probe gut in oder unter Leitungswasser zu reinigen , um zu verhindern, dass Diatomeenmaterial zwischen verschiedenen Proben verschleppt wird. Bei der Säurebehandlung und beim Herstellen der Dauerpräparate entstehen giftige Gase. Die Arbeitsschritte sind unter einem leistungsfähigen säurebeständigen Abzug mit der gebotenen Vorsicht unter Einhaltung der Arbeitsschutzmaßnahmen durchzuführen. Schutzkleidung und Augenschutz sind obligatorisch. Die Säurebehandlung umfasst zwei Kochvorgänge mit anschließendem Waschen der Proben: 1. Kochvorgang mit verdünnter Salzsäure (Dauer 30 Minuten) Waschen und Absedimentieren der Proben (4-mal, Sedimentationszeit je 24 Stunden) 2. Kochvorgang mit konzentrierter Schwefelsäure oder Wasserstoffperoxid (20 Minuten bis zu 8 Stunden) Waschen und Absedimentieren der Proben (ca. 8-mal, Sedimentationszeit je 24 Stunden, letzter Waschvorgang mit destilliertem Wasser) Durch das Kochen mit Salzsäure werden Karbonate gelöst, die Stielchen und Gallerten der Diatomeen aufgelöst und die Diatomeenschalen vom Substrat getrennt. Zudem wird eine Gips-Bildung bei der später folgenden Schwefelsäurebehandlung vermieden. Das Kochen mit Schwefelsäure beseitigt die organischen Bestandteile. Material für die Aufbereitung Chemikalien Salzsäure 25% z. A. Schwefelsäure 95-97% z. A. Kaliumnitrat z. A. Weitere Ausstattung Abzug Heizplatte Schutzkleidung (Laborkittel, Brille, säurebeständige Laborhandschuhe) Bechergläser (hohe Form; Fassungsvermögen mindestens 100 ml) Uhrgläser mit Durchmesser entsprechend den Bechergläsern Becherglaszange, Siedestäbchen ggf. Mörser und Pistille zum Zerreiben des Kaliumnitrats Spatel Kleines Kunststoffsieb mit Durchmesser entsprechend den Bechergläsern Universal-Indikatorpapier zur pH-Wert-Bestimmung Aqua dest. Spritzflasche Schraubdeckelgläschen mit Dichtung (Volumen ca. 20 ml) Etiketten Bechergläser mit Bleistift beschriften Bei einem hohen Wasseranteil die Proben zunächst 24 Stunden absetzen lassen und dann vorsichtig abdekantieren (alternativ können die Proben bis auf eine geringe Wassermenge eingedampft werden) Proben im Probegefäß gut aufschütteln und etwa 20 ml des Materials in das Becherglas überführen Ein Teil jeder Probe wird als Rückstellprobe zurückbehalten. Dazu wird beim Überführen des Materials in das Becherglas ein Rest (Rückstellprobe) im beschrifteten Probengefäß belassen Probe mit 20 bis 40 ml verdünnter Salzsäure (25%) versetzen (Vorsicht: starke Schaumentwicklung bei stark kalkhaltigen Proben, daher die Säure schrittweise in kleinen Mengen zugeben) Becherglas mit einem Uhrglas abdecken und ggf. mit einem Siedestäbchen versehen Auf der Heizplatte bei 240°C für 30 Minuten kochen (Vorsicht: bei hohem Sandanteil kann sich das Becherglas stark bewegen, Position ggf. mit Becherglaszange korrigieren) Probe erkalten lassen, grobe Reste durch ein Küchensieb absieben und Becherglas mit Leitungswasser auffüllen Um Sand, Kies oder kleinere Steine zu entfernen wird die Probe stark aufgerührt und der diatomeenhaltige Überstand nach einer etwa einminütigen Sedimentationszeit vorsichtig abdekantiert (Sand und Steine sind dann zum Boden des Becherglasers abgesunken, die leichteren Diatomeenschalen schwimmen noch oben) Waschvorgang: Probe auf etwa ein Drittel des Volumens vorsichtig abdekantieren und mit Leitungswasser auffüllen. Dieser Waschvorgang erfolgt insgesamt viermal. Die Sedimentationszeit zwischen den Waschvorgängen sollte 24 Stunden nicht unterschreiten. (Alternativ kann die Probe zwischen den Waschvorgängen in einer Tischzentrifuge etwa zehn Minuten lang bei maximal 2000 Umdrehungen pro Minute (Upm) zentrifugiert und der Überstand etwa auf ein Drittel abdekantiert oder mit einer Wasserstrahlpumpe entfernt werden) Probe durch Abdekantieren auf einen geringen Wasseranteil einengen und mit 20 bis 30 ml konzentrierter Schwefelsäure (95-97%) versetzen Becherglas mit einem Uhrglas abdecken und bei 240°C auf der Heizplatte zum Kochen bringen In Abständen von etwa 20 Minuten mit dem Spatel eine Prise Kaliumnitrat zugeben bis sich die Probe entfärbt oder eine schwach gelbliche Farbe annimmt (bei einem hohen Anteil an organischem Material kann dies bis zu 8 Stunden dauern) Wenn das Probevolumen zu gering wird etwas Leitungswasser mit der Spritzflasche zugeben Probe nach dem Farbumschlag weitere 20 Minuten auf der Heizplatte belassen Nach dem Abkühlen der Probe und dem Absetzen der Kieselalgen bilden diese einen weißen bis gräulichen Bodensatz Waschvorgang: Probe auf etwa ein Drittel des Volumens vorsichtig abdekantieren und mit Leitungswasser auffüllen (Vorsicht: Beim ersten Wässern kann es zu heftigen Reaktionen kommen). Die Sedimentationszeit zwischen den Waschvorgängen sollte 24 Stunden nicht unterschreiten. Dieser Waschvorgang erfolgt so lange, bis der Neutralpunkt erreicht ist (mit pH-Indikatorpapier prüfen, meist werden 8 Waschvorgänge benötigt). Das letzte Wässern der Probe sollte mit destilliertem Wasser erfolgen. Die gereinigte Probe im Becherglas durch Schütteln mischen und in ein beschriftetes Schraubdeckeldeckelglas überführen Alternativ zur Oxidation mit Schwefelsäure und Kaliumnitrat kann auch Wasserstoffperoxid als Oxidationsmittel eingesetzt werden. Vorsicht: Der Reaktionsprozess kann sehr dynamisch verlaufen und erfordert Arbeitserfahrung und strenge Beaufsichtigung. Probe durch Abdekantieren auf einen geringen Wasseranteil einengen und mit 10 - 20 ml Wasserstoffperoxid versetzen Becherglas mit Inhalt langsam und vorsichtig auf der Heizplatte erhitzen bis Gasentwicklung einsetzt, vorsichtig bis zum Kochen weiter erhitzen, Überschäumen verhindern Kochprozess ca. 15 - 30 Minuten fortsetzen, bis sich die Probe weiß bis grau entfärbt. Bei einem hohen Anteil organischer Substanzen kann der Kochvorgang bis zu einer Stunde dauern. Diatomeensuspension im Becherglas auf einer glatten, oxidationsbeständigen Arbeitsfläche weiter abkühlen lassen. Nach dem Abkühlen der Probe und dem Absetzen der Diatomeenschalen bilden diese einen weißen bis gräulichen Bodensatz. Anschließend werden die Proben zweimal mit destilliertem Wasser gewaschen und der wässrige Überstand abzentrifugiert oder nach der Sedimentation des Diatomeenmaterials abdekantiert, um Reste des Wasserstoffperoxids zu entfernen. Die Sedimentationszeit zwischen Waschvorgängen sollte mindestens 24 Stunden betragen. Niederschlag im Zentrifugenglas bzw. Becherglas durch Zugabe von destilliertem Wasser und Schütteln gut durchmischen und in ein beschriftetes Gläschen überführen Die Objektträgerpräparate entstehen durch Einbetten der eingetrockneten Diatomeensuspension in Kunstharz. Sie sind dauerhaft haltbar und können als Belegsammlung archiviert werden. Als Einbettmedium wird Naphrax 1 verwendet. Naphrax enthält gesundheitsschädliches Toluol, das beim Erhitzen entweicht, und sollte daher mit großer Vorsicht gehandhabt werden. Inzwischen ist Naphrax auch in Toluol-freier Form 2 erhältlich. Die meisten Diatomeensuspensionen sind stark konzentriert und müssen verdünnt aufgetropft werden. Die optimale Diatomeendichte für eine sichere mikroskopische Bestimmung liegt vor, wenn die Diatomeenschalen im Dauerpräparat nicht übereinander liegen, keine Klumpen bilden und nicht von mineralischen Partikeln überdeckt werden. 1 Naphrax kann hier bezogen werden und wird vom englischen Hersteller ohne Zugabe von Toluol verschickt. Zur Verwendung muss nach Anleitung des Herstellers Toluol zugesetzt werden, wodurch eine dünnflüssige Konsistenz entsteht. Bei häufigem Gebrauch und/oder unzureichendem Verschluss wird Naphrax zähflüssig und muss durch erneute Zugabe von Toluol verdünnt werden. 2 Toluol-freies Naphrax kann hier bezogen werden. Material für die Dauerpräparate Deckgläser (runde Deckgläser mit 18 mm Durchmesser) Deckglaspinzette (oder rundgebogene Pinzette) Spülmittel Pipette(n) ggf. Uhrgläschen und Aqua dest. Objektträger Naphrax Bunsenbrenner oder Heizplatte Abzug Präparatekasten oder –mappe Etiketten Ethanol 96% Glycerin Auftropfen der Diatomeensuspension Deckgläschen durch kurzes Eintauchen in stark spülmittelhaltige Lösung oder Alkohol reinigen Diatomeensuspension durch Schütteln des Schraubdeckelglases gut durchmischen Geringe Menge Diatomeensuspension mit einer sauberen Pipette entnehmen (aus dem oberen Bereich des Gläschens, da enthaltene Sedimentpartikel schneller nach unten absinken) Daraus ggf. Verdünnung herstellen: Diatomeensuspension in ein Uhrgläschen mit destilliertem Wasser (ca. 2 bis 5 ml) geben und mit der Pipette gut durchmischen Geringe Menge (der verdünnten) Diatomeensuspension (ca. 200 µl) mit der Pipette entnehmen und auf das Deckgläschen auftropfen (Tropfen dabei möglichst flach halten, um Konvektionen zu vermindern) An der Luft eintrocknen lassen (erschütterungsfrei und vor Staub geschützt) Einbetten in Kunstharz (Naphrax) Objektträger durch kurzes Eintauchen in stark spülmittelhaltige Lösung reinigen und beschriften Mit einem Tropfen Naphrax versehen und das Deckglas mit der beschickten Seite nach unten mit einer Pinzette vorsichtig auflegen Um das Lösungsmittel auszutreiben über einem Bunsenbrenner bei kleiner Flamme erhitzen, bis es etwa fünf Sekunden lang Blasen wirft (Alternativ kann das Lösungsmittel bei 100°C auf einer Heizplatte ausgetrieben werden. Dabei das Deckgläschen mit der Pinzette mehrmals leicht andrücken, bis keine Blasen mehr entweichen) Sofort erschütterungsfrei auf einer glatten, kalten Oberfläche lagern und abkühlen lassen Konservierung der Diatomeensuspension Nach Herstellung der Dauerpräparate kann die im Schraubdeckelglas verbliebene Diatomeensuspension durch Zugabe von 3 ml Ethanol konserviert werden. Um ein Eintrocknen der Probe zu verhindern, können vor der Einlagerung zusätzlich fünf bis zehn Tropfen Glycerin zugegeben werden.
Das Projekt "Einspritzung von H2O2 in das Abgasrohr und in den Brennraum" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Duisburg, Fachbereich 7 Maschinenbau, Institut für Verbrennung und Gasdynamik durchgeführt. Aufbauend auf den Ergebnissen zur Regeneration dieselrussbeladener Partikelfilter mit H202 wurden die Arbeiten auf Untersuchungen zur radikalgestuetzen Oxidation von Russpartikeln, die im Abgasstrom oder im Brennraum gasgetragen existieren, ausgedehnt. Versuche zur direkten Einduesung des Oxidationsmittels in das Abgasrohr direkt hinter dem Auslassventil zeigten erhebliche Auswirkungen auf die fluessige Partikelphase und die Gasphase, aber nur marginalen Einfluss auf die festen Bestandteile. Mittlerweile ist eine Anlage in Betrieb genommen worden, bei der kurbelwinkelselektiv kleinste Mengen H2O2 ueber eine zweite Einspritzduese unmittelbar in den Brennraum eingespritzt werden koennen. Es ist zu erwarten, dass durch die Bereitstellung reaktiver OH-Radikale eine vollstaendigere Russoxidation bereits waehrend der Verbrennung bzw. unmittelbar im Anschluss daran noch im Brennraum erreicht werden kann. Die Entwicklung der zweiten Einspritzanlage erwies sich als aufwendig. Sie arbeitet nach einem dem Acommon Rail(at)Prinzip nachempfundenen Verfahren und kann elektronisch gesteuert kleinste Menge Fluessigkeit binnen weniger hundert Nanosekunden unter hohen Druecken in den Brennraum einspritzen. Die Experimente sind derzeit im Gange.
Das Projekt "Teilprojekt F" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von New Power Pack GmbH durchgeführt. HyInnoChem verfolgt zwei Ansätze zur Synthese werthaltiger Chemikalien unter Nutzung von grünem Wasserstoff in der Chemieindustrie: Die elektrochemische Synthese von Wasserstoffperoxid und die thermokatalytische Synthese von Methanol. Für die elektrochemische Synthese von Wasserstoffperoxid wird ein Reaktor entwickelt, welcher aus grünem Wasserstoff und Sauerstoff hochkonzentrierte Wasserstoffperoxid Lösungen synthetisieren kann. Das Wasserstoffperoxid kann anschließend in Prozessen zur Synthese von Propylenoxid oder zur Anolytsoleentchlorung in der Chloralkali-Elektrolyse eingesetzt werden. Mit Hilfe einer Lebenszyklusanalyse wird bewertet, ob die elektrochemische Route der klassischen Anthrachinonroute überlegen ist. Um auf Fluktuationen von Strom- und Wasserstoffpreisen reagieren zu können, wird ein dynamisch und flexibel zu betreibender Reaktor entwickelt, welcher mit Hilfe einer bifunktionalen Anode auf wechselnde Rahmenbedingungen reagieren kann. Für die thermokatalytische Methanolsynthese wird ein neues Reaktorkonzept für einen Power-to-Liquid Prozess entwickelt. Um Methanol nachhaltig herzustellen, kann CO2 aus Biogas abgetrennt oder aus dem Abgas der gasmotorischen Verbrennung abgetrennt werden. In Verbindung mit Wasserstoff, der aber via Elektrolyse aus Windkraft fluktuierend vorliegt, soll Methanol in einem geeigneten Reaktorkonzept dynamisch synthetisiert werden. Im Vergleich zum Stand der Technik wird ein Reaktor entwickelt, welcher energieeffizient ist und durch Prozessintensivierung einen verbesserten Wärme- und Stofftransport erreicht.
Das Projekt "Teilprojekt C" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Carbon Minds GmbH durchgeführt. HyInnoChem verfolgt zwei Ansätze zur Synthese werthaltiger Chemikalien unter Nutzung von grünem Wasserstoff in der Chemieindustrie: Die elektrochemische Synthese von Wasserstoffperoxid und die thermokatalytische Synthese von Methanol. Für die elektrochemische Synthese von Wasserstoffperoxid wird ein Reaktor entwickelt, welcher aus grünem Wasserstoff und Sauerstoff hochkonzentrierte Wasserstoffperoxid Lösungen synthetisieren kann. Das Wasserstoffperoxid kann anschließend in Prozessen zur Synthese von Propylenoxid oder zur Anolytsoleentchlorung in der Chloralkali-Elektrolyse eingesetzt werden. Mit Hilfe einer Lebenszyklusanalyse wird bewertet, ob die elektrochemische Route der klassischen Anthrachinonroute überlegen ist. Um auf Fluktuationen von Strom- und Wasserstoffpreisen reagieren zu können, wird ein dynamisch und flexibel zu betreibender Reaktor entwickelt, welcher mit Hilfe einer bifunktionalen Anode auf wechselnde Rahmenbedingungen reagieren kann. Für die thermokatalytische Methanolsynthese wird ein neues Reaktorkonzept für einen Power-to-Liquid Prozess entwickelt. Um Methanol nachhaltig herzustellen, kann CO2 aus Biogas abgetrennt oder aus dem Abgas der gasmotorischen Verbrennung abgetrennt werden. In Verbindung mit Wasserstoff, der aber via Elektrolyse aus Windkraft fluktuierend vorliegt, soll Methanol in einem geeigneten Reaktorkonzept dynamisch synthetisiert werden. Im Vergleich zum Stand der Technik wird ein Reaktor entwickelt, welcher energieeffizient ist und durch Prozessintensivierung einen verbesserten Wärme- und Stofftransport erreicht. Im Rahmen des Vorhabens wird die Carbon Minds GmbH sich zusammen mit den Verbundpartnern dieser Thematik widmen. Die Arbeitsschwerpunkte von Carbon Minds liegend dabei im Bereich der ökologischen Bewertung der Wertschöpfungskette und Produktionsprozesse sowohl der konventionellen als auch der elektrochemischen Produktionsverfahren für Propylenoxid und Wasserstoffperoxid.
Das Projekt "Teilprojekt G" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von TLK Energy GmbH durchgeführt. HyInnoChem verfolgt zwei Ansätze zur Synthese werthaltiger Chemikalien unter Nutzung von grünem Wasserstoff in der Chemieindustrie: Die elektrochemische Synthese von Wasserstoffperoxid und die thermokatalytische Synthese von Methanol. Für die elektrochemische Synthese von Wasserstoffperoxid wird ein Reaktor entwickelt, welcher aus grünem Wasserstoff und Sauerstoff hochkonzentrierte Wasserstoffperoxid Lösungen synthetisieren kann. Das Wasserstoffperoxid kann anschließend in Prozessen zur Synthese von Propylenoxid oder zur Anolytsoleentchlorung in der Chloralkali-Elektrolyse eingesetzt werden. Mit Hilfe einer Lebenszyklusanalyse wird bewertet, ob die elektrochemische Route der klassischen Anthrachinonroute überlegen ist. Um auf Fluktuationen von Strom- und Wasserstoffpreisen reagieren zu können, wird ein dynamisch und flexibel zu betreibender Reaktor entwickelt, welcher mit Hilfe einer bifunktionalen Anode auf wechselnde Rahmenbedingungen reagieren kann. Für die thermokatalytische Methanolsynthese wird ein neues Reaktorkonzept für einen Power-to-Liquid Prozess entwickelt. Um Methanol nachhaltig herzustellen, kann CO2 aus Biogas abgetrennt oder aus dem Abgas der gasmotorischen Verbrennung abgetrennt werden. In Verbindung mit Wasserstoff, der aber via Elektrolyse aus Windkraft fluktuierend vorliegt, soll Methanol in einem geeigneten Reaktorkonzept dynamisch synthetisiert werden. Im Vergleich zum Stand der Technik wird ein Reaktor entwickelt, welcher energieeffizient ist und durch Prozessintensivierung einen verbesserten Wärme- und Stofftransport erreicht. Die TLK Energy ist im Rahmen des Projekts für die Modellentwicklung auf Komponentenebene und Simulation des Gesamtsystems verantwortlich.
| Origin | Count |
|---|---|
| Bund | 315 |
| Land | 9 |
| Type | Count |
|---|---|
| Förderprogramm | 304 |
| Text | 14 |
| Umweltprüfung | 2 |
| unbekannt | 1 |
| License | Count |
|---|---|
| closed | 10 |
| open | 309 |
| unknown | 2 |
| Language | Count |
|---|---|
| Deutsch | 321 |
| Englisch | 34 |
| Resource type | Count |
|---|---|
| Archiv | 2 |
| Datei | 2 |
| Dokument | 8 |
| Keine | 266 |
| Unbekannt | 1 |
| Webseite | 48 |
| Topic | Count |
|---|---|
| Boden | 233 |
| Lebewesen & Lebensräume | 227 |
| Luft | 209 |
| Mensch & Umwelt | 321 |
| Wasser | 272 |
| Weitere | 309 |