Prozess: Herstellung von Butter in 2020 Anwendbar für alle Sorten der Butterherstellung Allokation: Processing Step Electricity % Cooling 74,2% Milk Centrifugation 6,5% Churning and Working 12,7% Packing 1,1% Others 74,2% Processing Step Heat % Milk Reception/Thermization 15,2% Pasteurization 36,0% Others 48,8% verwertbares Nebenprodukt: Magermilch
Prozess: Herstellung von Butter in 2010 Anwendbar für alle Sorten der Butterherstellung Allokation: Processing Step Electricity % Cooling 74,8% Milk Centrifugation 6,8% Churning and Working 12,2% Packing 1,0% Others 5,2% Processing Step Heat % Milk Reception/Thermization 15,7% Pasteurization 37,4% Others 46,9% verwertbares Nebenprodukt: Magermilch
Prozess: Herstellung von Butter in 2010 Anwendbar für alle Sorten der Butterherstellung Allokation: Processing Step Electricity % Cooling 74,8% Milk Centrifugation 6,8% Churning and Working 12,2% Packing 1,0% Others 5,2% Processing Step Heat % Milk Reception/Thermization 15,7% Pasteurization 37,4% Others 46,9% verwertbares Nebenprodukt: Magermilch
Prozess: Herstellung von Butter in 2030 Anwendbar für alle Sorten der Butterherstellung Allokation: Processing Step Electricity % Cooling 73,5% Milk Centrifugation 6,0% Churning and Working 13,2% Packing 1,1% Others 6,1% Processing Step Heat % Milk Reception/Thermization 14,5% Pasteurization 34,5% Others 51,0% verwertbares Nebenprodukt: Magermilch
Prozess: Herstellung von Butter in 2010 Anwendbar für alle Sorten der Butterherstellung Allokation: Processing Step Electricity % Cooling 74,8% Milk Centrifugation 6,8% Churning and Working 12,2% Packing 1,0% Others 5,2% Processing Step Heat % Milk Reception/Thermization 15,7% Pasteurization 37,4% Others 46,9% verwertbares Nebenprodukt: Magermilch
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Bewertung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Ostsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Ostsee, in den Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sollten innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort stattfinden. Als Vegetationsperiode sind für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns die Monate Mai bis September definiert, in der die relevanten Stationen bezüglich der für die Bewertung notwendigen Messgrößen monatlich beprobt werden, so dass fünf Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Die Chlorophyll-a-Konzentrationen werden über diesen Zeitraum hinaus je nach Station monatlich bzw. insgesamt zehnmal pro Jahr bestimmt. Die Untersuchungen der Phytoplanktongemeinschaften erfolgt außerhalb der Vegetationsperiode zusätzlich einmal im zeitigen Frühjahr (ab März) und noch einmal im Herbst. Ein Teil der Wasserkörper wird für das Phytoplankton jährlich beprobt, der andere Teil im Zweijahresrhythmus. Für die Ostseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen B3 und B4 zehn- bis zwölfmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns sind insgesamt 21 Wasserkörper ausgewiesen. Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Lage der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder an einer Mole von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene PSchöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag anreichern. Diese Filter werden in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik (Abbildung 1). Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Analyse erfolgt nach der Vorschrift von HELCOM (2015) , bei der für alle dominanten Taxa mindestens je 50 und insgesamt über 500 Einheiten erfasst werden sollen. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12) und der im gesamten HELCOM-Raum genutzten Taxaliste der Phytoplankton Expertengruppe (PEG) in der jeweils aktuellsten Fassung. Durch die Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm bzw. der PEG-Liste für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst (HELCOM Taxaliste PEG), denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt ( HELCOM 2015 , DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975)). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Erhebung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Nordsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Nordsee, in den einzelnen Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sind innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort durchzuführen. Als Vegetationsperiode sind für die niedersächsischen Küstengewässer die Monate März bis September definiert, in der die relevanten Stationen wöchentlich, 14-tägig jedoch mindestens einmal monatlich beprobt werden, so dass wenigstens sieben Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Einen Überblick über das Phytoplankton-Monitoring in den Küstengewässern Niedersachsens (Stand 2013) gibt Abbildung 1. Für die Nordseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode ebenfalls zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen N1 und N2 je neun- bis zehnmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Abbildung 1 zeigt das Überwachungsnetz des NLWKN für Niedersachsen. Abb. 1: Phytoplankton-Überwachung in den Übergangs- und Küstengewässern Niedersachsens (Quelle: NLWKN 2013). Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Position der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern, was in den Küstengewässern der Nordsee die Regel darstellt, genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene Schöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag, dem „Filterkuchen“, anreichern. Diese Filter werden mit dem Filterkuchen in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik. Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer (Abbildung 1) angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops (Abbildung 2) ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12). Durch diese Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst, denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt (DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Das Projekt "Teilprojekt 2" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Gießen, Institut für Pflanzenernährung durchgeführt. Das besondere Ziel in unserem Teilprojekt ist die Untersuchung der Pflanzenverfügbarkeit von Phosphor aus der Asche/Kohle von pyrolisiertem Schweinegülle-Retentat nach einer Güllezentrifugation unter Berücksichtigung der Form der Stickstoffernährung der Pflanzen. Dabei untersuchen wir zunächst die Verbindung in der Asche in der der Phosphor gebunden ist. Die uns bereits vorliegenden Ergebnisse zeigen, dass eine Ammoniumdüngung die Phosphorverfügbarkeit für Mais effizienter gestaltet als eine Nitratdüngung. Dieser Befund verdeutlicht, dass der Phosphor in der Asche/Kohle vom Schweinegülleretentat als tertiäres Ca-Phosphat vorliegen dürfte. In weiteren Untersuchung wollen wir die Bedeutung der Ammoniumernährung für die Verfügbarkeit von pyrolisierten Gülleretentaten überprüfen.
Das Projekt "IBÖ-08: W2RU - Entwicklung einer Waste to Resource Unit" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Institut für Lebensmittel- und Umweltforschung e.V. durchgeführt. Das zu entwickelnde innovative Produkt ist ein modulares Verfahren zur Umwandlung von Lebensmittelabfällen mittels heterotropher Mikroalge zu proteinreicher Biomasse sowie zur Extraktion hochwertiger Chemikalien. Das kompakte und vollautomatisierte Verfahren in Kontainerbauweise soll dezentral zur stofflichen Verwertung von Lebensmittelabfällen im urbanen und ländlichen Raum angewendet werden. Durch wissensbasierte Nutzung und Neukombination von biologischen und technischen Methoden soll eine Anlage mit folgenden Komponenten entwickelt werden: Für die Zerkleinerung der Biomasse soll ein robustes und energieeffizientes Kugelmühlensystem genutzt werden, dass sich bei der Aufarbeitung von pflanzlichem Material bewährt hat. Zur Extraktion von wertvollen Chemikalien, sollen feste Adsorber (z.B. pelletierte oder granulierte Aktivkohle) die wertvollen Stoffe binden. Beladene Adsorber werden entnommen und Einzelstoffe, wie Vitamine, Pigmente, Aromastoffe, Antioxidantien, Polymere und Öle abgetrennt und direkt vermarktet. Die regenerierten Adsorber können erneut eingesetzt werden. Die Rückstände nach der Extraktion werden mit Enzymen, die Proteine, Stärke und Cellulose spalten, verflüssigt und Zucker- sowie Aminosäure-Monomere freigesetzt. Nach Abtrennung des flüssigen Überstandes durch Zentrifugation und thermischer Hygienisierung wird dieser als Nährstoffquelle der Mikroalge Galdieria sulpuraria bereitgestellt. Die Mikroalge nutzt die produzierte Zucker-Aminosäurelösung zum Wachsen und Bilden einer proteinreichen Biomasse, die im Anschluss für die Herstellung einer breiten Palette von Produkten in der Lebens- oder Futtermittelindustrie sowie Chemie genutzt werden kann. Jegliches nicht verwertbares organisches Material kann entsprechend einer kaskadischen Nutzung energetisch genutzt werden. Somit werden mittels der Waste-to-ResourceUnit neben Proteinen und Chemikalien auch Energie bereitgestellt.
Das Projekt "Nachwachsende Rohstoffe: Chitin und Chitosan aus Krabbenschalen (EU-Life-Programm)" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Fachhochschule Lübeck, Fachbereich Angewandte Naturwissenschaften durchgeführt. Objective: The aim of the project is to develop methodology to isolate chemically defined chitin and chitosan from crab shells using enzymes instead of the conventional acid/base technology, which leads to a mixture of molecules of different structure and molecular weight. This material can not be used for biomedical applications. General Information: Crab shells, a waste product of the marine food industry, mainly consists of chitin, proteins and calcium salts. So far this material is most often dumped, the valuable complex chitin polymers are only seldom isolated using strong acids and bases. As a basis for the application of chitin and chitosan in biomedicine food technology, biotechnology and environmental technology chemically defined molecules have to be efficiently produced. The conventional acid/base technology results in an inhomogenous mixture of molecules which do not fulfil the requirements of applications in the above mentioned fields. Our strategy is to remove the bound protein from the chitin matrix with the help of hydrolytic enzymes (proteases). This quantitative removal under mild temprature, pressure and pH conditions is the key step which leads after decalcification, centrifugation and washings to a pure defined chitin product. This chitin is then again enzymatically (chitin deacetylase) converted to chitosan to achieve molecules with defined molecular structure and weight.