Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Bewertung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Ostsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Ostsee, in den Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sollten innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort stattfinden. Als Vegetationsperiode sind für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns die Monate Mai bis September definiert, in der die relevanten Stationen bezüglich der für die Bewertung notwendigen Messgrößen monatlich beprobt werden, so dass fünf Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Die Chlorophyll-a-Konzentrationen werden über diesen Zeitraum hinaus je nach Station monatlich bzw. insgesamt zehnmal pro Jahr bestimmt. Die Untersuchungen der Phytoplanktongemeinschaften erfolgt außerhalb der Vegetationsperiode zusätzlich einmal im zeitigen Frühjahr (ab März) und noch einmal im Herbst. Ein Teil der Wasserkörper wird für das Phytoplankton jährlich beprobt, der andere Teil im Zweijahresrhythmus. Für die Ostseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen B3 und B4 zehn- bis zwölfmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns sind insgesamt 21 Wasserkörper ausgewiesen. Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Lage der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder an einer Mole von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene PSchöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag anreichern. Diese Filter werden in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik (Abbildung 1). Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Analyse erfolgt nach der Vorschrift von HELCOM (2015) , bei der für alle dominanten Taxa mindestens je 50 und insgesamt über 500 Einheiten erfasst werden sollen. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12) und der im gesamten HELCOM-Raum genutzten Taxaliste der Phytoplankton Expertengruppe (PEG) in der jeweils aktuellsten Fassung. Durch die Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm bzw. der PEG-Liste für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst (HELCOM Taxaliste PEG), denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt ( HELCOM 2015 , DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975)). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Erhebung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Nordsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Nordsee, in den einzelnen Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sind innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort durchzuführen. Als Vegetationsperiode sind für die niedersächsischen Küstengewässer die Monate März bis September definiert, in der die relevanten Stationen wöchentlich, 14-tägig jedoch mindestens einmal monatlich beprobt werden, so dass wenigstens sieben Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Einen Überblick über das Phytoplankton-Monitoring in den Küstengewässern Niedersachsens (Stand 2013) gibt Abbildung 1. Für die Nordseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode ebenfalls zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen N1 und N2 je neun- bis zehnmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Abbildung 1 zeigt das Überwachungsnetz des NLWKN für Niedersachsen. Abb. 1: Phytoplankton-Überwachung in den Übergangs- und Küstengewässern Niedersachsens (Quelle: NLWKN 2013). Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Position der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern, was in den Küstengewässern der Nordsee die Regel darstellt, genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene Schöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag, dem „Filterkuchen“, anreichern. Diese Filter werden mit dem Filterkuchen in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik. Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer (Abbildung 1) angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops (Abbildung 2) ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12). Durch diese Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst, denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt (DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Mit der Umweltprobenbank kann die Wissenschaft in die Vergangenheit reisen – und umweltpolitische Fragen von Heute und Morgen klären. Das ist ein Platzhalter für externe Inhalte. Wenn Sie zustimmen, den Inhalt zu laden, wird eine Verbindung zu einem externen Dienstleister hergestellt. "Dauerhaft laden" erstellt einen Cookie, der sich Ihre Auswahl für 14 Tage merkt. Für die Umweltprobenbank sammeln Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler seit den 1980er Jahren in ganz Deutschland Proben von Menschen und der Umwelt, beispielsweise von Vögeln, Pflanzen, Fischen, Muscheln und Rehen. In den 1970er Jahren rief die Bundesregierung eine Gruppe hochrangiger Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler zusammen. In Deutschland entstanden erstmals rechtliche Regelungen, um Menschen und Umwelt vor Schadstoffen zu schützen. Politik und Wissenschaft suchten nach einem Weg, um den Erfolg der neuen Gesetze zu überprüfen. So entstand die Umweltprobenbank. Heute nutzen Umweltfachleute die historischen Proben der Umweltprobenbank vor allem als Beweismaterial, wenn kritische Chemikalien auf dem Prüfstand stehen. Wie auf einer Reise in die Vergangenheit können sie die Belastung von Proben längst zurückliegender Jahre auswerten. Die Ergebnisse zeigen ihnen, ob die Chemikalienbelastung in den Proben der Umweltprobenbank mit der Zeit zu- oder abnimmt. Die Ergebnisse können dann die Verwendung einer Chemikalie in Frage stellen und die Politik zum Handeln auffordern – oder Entwarnung geben. Leitung Administrative und wissenschaftliche Steuerung Sammeln, Archivieren, Charakterisieren Bundesanstalt für Gewässerkunde, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universität Trier, Fraunhofer-Institut für Molekularbiologie und Angewandte Oekologie, Fraunhofer-Institut für Biomedizinische Technik, Eurofins GfA GmbH Die Umweltprobenbank des Bundes ist ein Archiv. Proben des Menschen und der Umwelt lagern dort bei sehr tiefen Temperaturen. Die Proben der Umweltprobenbank werden so gewonnen, transportiert, aufgearbeitet und gelagert, dass ihre biologische und chemische Information auch über lange Zeiträume konstant bleibt. Umweltproben Umweltfachleute sammeln die Umweltproben in Ökosystemen von ganz Deutschland. Die meisten Proben werden gleich nach der Probenahme in mobilen Laboren präpariert und mittels flüssigem Stickstoff auf -150°C gekühlt. Die Kühlkette wird danach immer eingehalten: die Umweltproben werden bei -150°C in sogenannten Kryomühlen erst vermahlen, dann portioniert und anschließend im Archiv für Umweltproben über Flüssigstickstoff bei ebenfalls -150°C dauerhaft eingelagert. Umweltproben Umweltfachleute sammeln die Umweltproben in Ökosystemen von ganz Deutschland. Die meisten Proben werden gleich nach der Probenahme in mobilen Laboren präpariert und mittels flüssigem Stickstoff auf -150°C gekühlt. Die Kühlkette wird danach immer eingehalten: die Umweltproben werden bei -150°C in sogenannten Kryomühlen erst vermahlen, dann portioniert und anschließend im Archiv für Umweltproben über Flüssigstickstoff bei ebenfalls -150°C dauerhaft eingelagert. Das ist ein Platzhalter für externe Inhalte. Wenn Sie zustimmen, den Inhalt zu laden, wird eine Verbindung zu einem externen Dienstleister hergestellt. "Dauerhaft laden" erstellt einen Cookie, der sich Ihre Auswahl für 14 Tage merkt. Wie gelangt die Probe ins Archiv? Humanproben Die Humanproben werden von Fachleuten unter ärztlicher Aufsicht entnommen. Die Proben des Menschen werden - anders als die Umweltproben - einzeln aufgearbeitet und gelagert. Vollblut, Blutplasma und 24h-Urinproben werden bereits unmittelbar nach der Abnahme portioniert. Anschließend kommen die Proben in einen Tank, der auf -150°C gekühlt ist, und werden in das Archiv für Humanproben gebracht. Humanproben Die Humanproben werden von Fachleuten unter ärztlicher Aufsicht entnommen. Die Proben des Menschen werden - anders als die Umweltproben - einzeln aufgearbeitet und gelagert. Vollblut, Blutplasma und 24h-Urinproben werden bereits unmittelbar nach der Abnahme portioniert. Anschließend kommen die Proben in einen Tank, der auf -150°C gekühlt ist, und werden in das Archiv für Humanproben gebracht. Die Probenahmegebiete sind so ausgewählt, dass sie den Zustand der Umwelt in Deutschland möglichst genau abbilden und gleichzeitig die Einflüsse des Menschen auf die Umwelt zeigen. Deshalb werden Proben sowohl in der Nähe von Städten als auch in Nationalparks gesammelt, oder an unterschiedlichen Stellen der großen Flüsse Elbe, Rhein und Donau. Für die Umweltproben werden in 14 Gebieten insgesamt 15 Probenarten von Tieren und Pflanzen gesammelt. Zu diesen typischen deutschen Ökosystemen zählen neben Nord- und Ostseeküste auch Flüsse und Seen, landwirtschaftlich genutzte Gebiete, bewirtschaftete und weniger genutzte Wälder sowie Städte. Fischer fangen Brassen mit Netzen oder Angeln im Rhein, Elbe, Donau und ausgewählten Zuläufen. Pappelblätter werden im Herbst in den Ballungsräumen Saarbrücken und Halle-Leipzig gesammelt. Dreikantmuscheln wachsen ein Jahr in den Gewässern und werden dann für die Umweltprobenbank geerntet. Die Fangzeit für Aalmuttern ist im Frühsommer an den Küsten der Nord- und Ostsee. Die Buchenblätter stammen aus Forsten, Landwirtschafts- und Hintergrundgebieten. Rehe geben Hinweise auf die Belastung der terrestrischen Ökosysteme und der menschlichen Nahrung. Die Sprosse von Nadelbäumen, wie hier die Fichte, werden im Frühjahr für die Umweltprobenbank beprobt. Miesmuscheln stammen aus den Wattenmeeren in der Nordsee und der Vorpommersche Boddenlandschaft in der Ostsee. Die Proben der Regenwürmer stammen aus Ballungsräumen sowie aus landwirtschaftlich geprägten Gebieten. Die Eier der Silbermöwe stammen von Kolonien auf den Vogelschutzinseln Mellum und Trischen in der Nordsee sowie Heuwiese in der Ostsee. Schwebstoffe ergänzen Fische und Muscheln als dritte Umweltprobe aus den Binnengewässern. Die Humanproben stammen von je 120 Studierenden im Alter von 20 bis 29 Jahren aus Münster, Halle (Saale), Greifswald und Ulm. Für die Humanproben werden einmal jährlich Blut und Blutplasma sowie 24h-Urin gesammelt. Neben den Proben werden auch Metadaten erfasst – zum Beispiel ob die Teilnehmenden in der Stadt oder auf dem Land leben und wie sie sich ernähren. Ein Teil des Blutes wird durch Zentrifugation zu Blutplasma verarbeitet. Bei der Probenahme werden circa 150 mL Blut unter ärztlicher Aufsicht entnommen. Zusammen mit dem 24-h Urin werden alle Proben bei -150 °C gelagert. (Schad)Stoffe kennen keine Grenzen. Regelungen der Chemikaliensicherheit gehen meist auf die Initiative mehrerer Staaten oder internationaler Abkommen zurück. Umweltprobenbanken können das Chemikalienmonitoring mit retrospektiven Untersuchungen unterstützen. Je mehr Umweltprobenbanken sich an solchen Untersuchungen beteiligen, desto aussagekräftiger wird das Bild der globalen chemischen Belastung. Für den internationalen Umweltschutz ist es wichtig, dass Umweltprobenbanken zusammen arbeiten. Die Verwendung von Quecksilber beispielsweise, aber auch einer Reihe organischer Chemikalien wie DDT oder bromierte Flammschutzmittel sind mittlerweile in vielen Ländern verboten. Umweltprobenbanken können zeigen, ob die Chemikalienpolitik funktioniert und die Stoffbelastung wirklich weltweit zurückgeht. Dafür ist es sinnvoll, Belastungsdaten für Mensch und Umwelt zu verknüpfen und die Umweltprobenbank-Idee dort zu fördern, wo es sie bislang nicht gibt, beispielsweise in Entwicklungsländern. Weitere Infos auf der Website der Umweltprobenbank Umweltbeobachtung mit Proben von Mensch und Umwelt Schadstoffmonitoring mit Fischen in der Umweltprobenbank Informationsplakat
Das Projekt "Virusnachweis aus Oberflächengewässern" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Niedersächsisches Landesgesundheitsamt, Standort Aurich durchgeführt. Goals: A laboratory method for detection of enteropathogenic Viruses (e.g. Adenovirus) from surface (bathing) waters was established and five sampling sites monitored. The project aims at finding infectious routes in epidemiological cases. ; Approaches: A glasswool filtration column was used (similar to the method used in the EU-Virobathe project) to concentrate viruses from surface waters. The column was eluated by a pH-shift. The eluate was flockulated and virusparticles further concentrated by centifugation. Afterwards a Realtime-PCR was conducted for detection.; Results: A laboratory method for detection of Adenovirus in surface waters was established. The detection limit is around 10000 Virusparticles per 10 l. Recovery rates vary strongly. They seem to depend on suspended particles and other unknown factors. A mean recovery rate of 30 Prozent was achieved.
Das Projekt "Teilprojekt 4: Digitaler Zwilling und Softsensoren" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Institut für Mechanische Verfahrenstechnik und Mechanik durchgeführt. In DiRecLIB entwickeln die Projektpartner einen kontinuierlichen, digital gestützten Prozess zum direkten Recycling von Aktivmaterial aus Lithium-Ionen-Batterien, welcher sehr hohe Ressourceneffizienz verspricht. Hierzu wird die Rückgewinnung industrierelevanter Aktivmaterialien wie NMC, NCA oder LCO untersucht. Der Prozess beinhaltet die Elektrohydraulische Zerkleinerung von Elektroden und LIB-Zellen, die Desagglomeration und Aufarbeitung der Schwarzmasse, die möglichst vollständige Fraktionierung der Aktivmaterialien in einer Klassierzentrifuge, sowie die Analyse und Regeneration der zurückgewonnenen Aktivmaterialien. Die Kernaufgaben des Projektes stellen die Entwicklung eines digitalen Zwillings der gesamten Prozesskette als Grundlage einer modellbasierten Regelungsstrategie, die Erweiterung der online-Messtechnik und deren Integration in eine Softsensorumgebung, der Aufbau eines datengetriebenen Modells auf Basis der Methoden des maschinellen Lernens zum autonomen Betrieb der gesamten Prozesskette für unterschiedliche Batteriematerialien sowie die Erhöhung des Durchsatzes zur Erreichung industrierelevanter Mengen unter Einsatz der Klassierzentrifuge dar. Der Gesamtprozess wird in Form eines Demonstrators am ISC umgesetzt. So entsteht ein kontinuierlicher Prozess zum direkten Recycling von LIB-Aktivmaterialien, welcher bereits eine hohe Industrierelevanz (TRL 5-8) aufweist. Eine Ökobilanzierung setzt den entwickelten direkten Recyclingprozess hinsichtlich Ressourceneffizienz und Umweltverträglichkeit mit bestehenden Prozessen in Relation. Das KIT beteiligt sich an der Konzipierung des Softsensors und bringt eine Eigenentwicklung zur Ermittlung von Materialparameter bei Zerkleinerung und Zentrifugation ein. Diese sind Bestandteil des Digitalen Zwillings der Gesamtanlage, welcher den maßgeblichen Beitrag des KIT zum Vorhaben darstellt. Mit seinem Überblick über digitale Ebene des Prozesses ist das KIT auch bei der Entwicklung einer Materialdatenback involviert.
Das Projekt "IBÖ-08: W2RU - Entwicklung einer Waste to Resource Unit" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Institut für Lebensmittel- und Umweltforschung e.V. durchgeführt. Das zu entwickelnde innovative Produkt ist ein modulares Verfahren zur Umwandlung von Lebensmittelabfällen mittels heterotropher Mikroalge zu proteinreicher Biomasse sowie zur Extraktion hochwertiger Chemikalien. Das kompakte und vollautomatisierte Verfahren in Kontainerbauweise soll dezentral zur stofflichen Verwertung von Lebensmittelabfällen im urbanen und ländlichen Raum angewendet werden. Durch wissensbasierte Nutzung und Neukombination von biologischen und technischen Methoden soll eine Anlage mit folgenden Komponenten entwickelt werden: Für die Zerkleinerung der Biomasse soll ein robustes und energieeffizientes Kugelmühlensystem genutzt werden, dass sich bei der Aufarbeitung von pflanzlichem Material bewährt hat. Zur Extraktion von wertvollen Chemikalien, sollen feste Adsorber (z.B. pelletierte oder granulierte Aktivkohle) die wertvollen Stoffe binden. Beladene Adsorber werden entnommen und Einzelstoffe, wie Vitamine, Pigmente, Aromastoffe, Antioxidantien, Polymere und Öle abgetrennt und direkt vermarktet. Die regenerierten Adsorber können erneut eingesetzt werden. Die Rückstände nach der Extraktion werden mit Enzymen, die Proteine, Stärke und Cellulose spalten, verflüssigt und Zucker- sowie Aminosäure-Monomere freigesetzt. Nach Abtrennung des flüssigen Überstandes durch Zentrifugation und thermischer Hygienisierung wird dieser als Nährstoffquelle der Mikroalge Galdieria sulpuraria bereitgestellt. Die Mikroalge nutzt die produzierte Zucker-Aminosäurelösung zum Wachsen und Bilden einer proteinreichen Biomasse, die im Anschluss für die Herstellung einer breiten Palette von Produkten in der Lebens- oder Futtermittelindustrie sowie Chemie genutzt werden kann. Jegliches nicht verwertbares organisches Material kann entsprechend einer kaskadischen Nutzung energetisch genutzt werden. Somit werden mittels der Waste-to-ResourceUnit neben Proteinen und Chemikalien auch Energie bereitgestellt.
Das Projekt "NoRu - Standardisierung und Normung der Charakterisierung von Rußen für Brennstoffzellen und Batterien" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Zentrum für BrennstoffzellenTechnik GmbH durchgeführt. Ziel des Projekts NoRu ist die Entwicklung, Optimierung und Validierung von normungsfähigen Messverfahren, insbesondere der analytischen Zentrifugation (AZ), die eine Charakterisierung von technischen Rußen hinsichtlich Partikelgröße, Morphologie und Oberflächeneigenschaften entlang der Wertschöpfungskette ermöglichen. Gemeinsames Ziel aller Verbundpartner ist die Evaluierung und zielgerichtete Optimierung von quantitativen Methoden (Probenpräparation, StAA für die Analyse, Auswertung und Bewertung, statistische Anforderungen) für die Charakterisierung von technischen Rußen (Partikelgröße, Morphologie, Oberflächeneigenschaften und elektrische Eigenschaften der Partikelschüttung) zur Qualitätskontrolle. Dadurch wird es erstmals möglich sein, produktionsbedingte Schwankungen sowie Veränderungen der physikalisch-chemischen Eigenschaften, beginnend bei den Ausgangsbedingungen, d.h. der Herstellung eines Rußes über alle nachfolgenden Prozessschritte, quantitativ zu verfolgen. Darauf aufbauend können im nächsten Schritt Ausgangsbedingungen und/oder Nachbearbeitungsschritte frühzeitig angepasst werden, um eine gleichbleibende finale Rußqualität mit definierten Eigenschaften sicher zu stellen. Dies ist zentral für die Erzeugung von Hochleistungsrußen mit standardisierten Eigenschaften für die Batterie- und Brennstoffzellenindustrie, welche für eine erfolgreiche Energiewende unabdingbar sind. Die ausführliche Vorhabenbeschreibung (Vollantrag) ist Anlage 1 zu entnehmen.
Das Projekt "NoRu - Standardisierung und Normung der Charakterisierung von Rußen für Brennstoffzellen und Batterien" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Duisburg-Essen, Institut für Verbrennung und Gasdynamik (IVG), NanoEnergieTechnikZentrum (NETZ) durchgeführt. Ziel des Projekts NoRu ist die Entwicklung, Optimierung und Validierung von normungsfähigen Messverfahren, insbesondere der analytischen Zentrifugation (AZ), die eine Charakterisierung von technischen Rußen hinsichtlich Partikelgröße, Morphologie und Oberflächeneigenschaften entlang der Wertschöpfungskette ermöglichen. Gemeinsames Ziel aller Verbundpartner ist die Evaluierung und zielgerichtete Optimierung von quantitativen Methoden (Probenpräparation, StAA für die Analyse, Auswertung und Bewertung, statistische Anforderungen) für die Charakterisierung von technischen Rußen (Partikelgröße, Morphologie, Oberflächeneigenschaften und elektrische Eigenschaften der Partikelschüttung) zur Qualitätskontrolle. Dadurch wird es erstmals möglich sein, produktionsbedingte Schwankungen sowie Veränderungen der physikalisch-chemischen Eigenschaften, beginnend bei den Ausgangsbedingungen, d.h. der Herstellung eines Rußes über alle nachfolgenden Prozessschritte, quantitativ zu verfolgen. Darauf aufbauend können im nächsten Schritt Ausgangsbedingungen und/oder Nachbearbeitungs-schritte frühzeitig angepasst werden, um eine gleichbleibende finale Rußqualität mit definierten Eigenschaften sicher zu stellen. Dies ist zentral für die Erzeugung von Hochleistungsrußen mit standardisierten Eigenschaften für die Batterie- und Brennstoffzellenindustrie, welche für eine erfolgreiche Energiewende unabdingbar sind. Die ausführliche Vorhabenbeschreibung (Vollantrag) ist Anlage 1 zu entnehmen.
Das Projekt "Standardisierung und Normung der Charakterisierung von Rußen für Brennstoffzellen und Batterien" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Duisburg-Essen, Institut für Verbrennung und Gasdynamik (IVG), NanoEnergieTechnikZentrum (NETZ) durchgeführt. Ziel des Projekts NoRu ist die Entwicklung, Optimierung und Validierung von normungsfähigen Messverfahren, insbesondere der analytischen Zentrifugation (AZ), die eine Charakterisierung von technischen Rußen hinsichtlich Partikelgröße, Morphologie und Oberflächeneigenschaften entlang der Wertschöpfungskette ermöglichen. Gemeinsames Ziel aller Verbundpartner ist die Evaluierung und zielgerichtete Optimierung von quantitativen Methoden (Probenpräparation, StAA für die Analyse, Auswertung und Bewertung, statistische Anforderungen) für die Charakterisierung von technischen Rußen (Partikelgröße, Morphologie, Oberflächeneigenschaften und elektrische Eigenschaften der Partikelschüttung) zur Qualitätskontrolle. Dadurch wird es erstmals möglich sein, produktionsbedingte Schwankungen sowie Veränderungen der physikalisch-chemischen Eigenschaften, beginnend bei den Ausgangsbedingungen, d.h. der Herstellung eines Rußes über alle nachfolgenden Prozessschritte, quantitativ zu verfolgen. Darauf aufbauend können im nächsten Schritt Ausgangsbedingungen und/oder Nachbearbeitungs-schritte frühzeitig angepasst werden, um eine gleichbleibende finale Rußqualität mit definierten Eigenschaften sicher zu stellen. Dies ist zentral für die Erzeugung von Hochleistungsrußen mit standardisierten Eigenschaften für die Batterie- und Brennstoffzellenindustrie, welche für eine erfolgreiche Energiewende unabdingbar sind. Die ausführliche Vorhabenbeschreibung (Vollantrag) ist Anlage 1 zu entnehmen.
Das Projekt "Teilprojekt 2" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Gießen, Institut für Pflanzenernährung durchgeführt. Das besondere Ziel in unserem Teilprojekt ist die Untersuchung der Pflanzenverfügbarkeit von Phosphor aus der Asche/Kohle von pyrolisiertem Schweinegülle-Retentat nach einer Güllezentrifugation unter Berücksichtigung der Form der Stickstoffernährung der Pflanzen. Dabei untersuchen wir zunächst die Verbindung in der Asche in der der Phosphor gebunden ist. Die uns bereits vorliegenden Ergebnisse zeigen, dass eine Ammoniumdüngung die Phosphorverfügbarkeit für Mais effizienter gestaltet als eine Nitratdüngung. Dieser Befund verdeutlicht, dass der Phosphor in der Asche/Kohle vom Schweinegülleretentat als tertiäres Ca-Phosphat vorliegen dürfte. In weiteren Untersuchung wollen wir die Bedeutung der Ammoniumernährung für die Verfügbarkeit von pyrolisierten Gülleretentaten überprüfen.
| Origin | Count |
|---|---|
| Bund | 45 |
| Land | 2 |
| Type | Count |
|---|---|
| Förderprogramm | 42 |
| Text | 3 |
| License | Count |
|---|---|
| geschlossen | 3 |
| offen | 42 |
| Language | Count |
|---|---|
| Deutsch | 42 |
| Englisch | 4 |
| Resource type | Count |
|---|---|
| Dokument | 2 |
| Keine | 23 |
| Webseite | 20 |
| Topic | Count |
|---|---|
| Boden | 35 |
| Lebewesen & Lebensräume | 32 |
| Luft | 27 |
| Mensch & Umwelt | 45 |
| Wasser | 25 |
| Weitere | 45 |